Een laboratorium centrifuge is in vrijwel elk laboratorium onmisbaar. Door monsters met hoge snelheid te laten roteren ontstaat een centrifugaalkracht die componenten op basis van dichtheid scheidt: cellen zakken neer, plasma of supernatant blijft bovenin. Op deze pagina leggen we uit hoe een centrifuge werkt, welke typen en rotoren er zijn, wat het verschil is tussen RCF en RPM, hoe u buizen correct balanceert en waar u op moet letten bij dagelijks gebruik en onderhoud.
Een laboratoriumcentrifuge is een apparaat dat een rotor met hoge snelheid laat draaien om componenten in een vloeibaar monster van elkaar te scheiden op basis van hun dichtheid, massa en grootte. Het werkingsprincipe is gebaseerd op zwaartekrachtsedimentatie: door de rotatiesnelheid sterk te verhogen worden deeltjes blootgesteld aan een veelvoud van de normale zwaartekracht. Zwaardere of grotere deeltjes bewegen sneller naar de buitenzijde (de bodem van de buis), terwijl lichtere fracties bovenin achterblijven.
Het monster wordt in buizen geplaatst die in een rotor zijn bevestigd. Zodra de motor de rotor op de ingestelde snelheid heeft gebracht, drukt de centrifugaalkracht dichtere deeltjes naar de buisbodem. Na afloop van de ingestelde tijd vertraagt de rotor gecontroleerd en kunnen de buizen worden uitgenomen voor verdere verwerking. Zonder centrifuge zouden veel scheidingen uren tot dagen duren onder normale zwaartekracht; een centrifuge reduceert dit tot minuten.
De meest gebruikte indeling onderscheidt centrifuges op basis van rotortype: de hoekcentrifuge (fixed-angle) en de zwaaiarmscentrifuge (swing-out of swinging-bucket). Daarnaast bestaat er een derde, minder gangbaar type: de verticale rotor. Elk type heeft zijn eigen eigenschappen en toepassingsgebied.
Bij een hoekrotor zijn de buishouders onder een vaste hoek van 14° tot 45° ten opzichte van de verticale as gemonteerd. Deeltjes sedimenteren langs een korte weg naar de buiswand en glijden vervolgens naar de buisbodem. Hoekrotoren zijn compact, bereiken hogere maximale snelheden en zijn geschikt voor het snel pelleteren van deeltjes. Ze worden veel gebruikt in moleculair-biologische toepassingen zoals nucleïnezuurextractie, bacteriënsedimentatie en eiwitprecipitatie.
Voor de specifieke centrifuge-inzet bij RNA-isolatie — snelheden, temperatuur (4 °C) en buistypes — zie het artikel over RNA-isolatie en RNA-analyse.
Bij een zwaaiarmrotor staan de buishouders (emmers) in rust verticaal en zwaaien zij tijdens het draaien uit tot een horizontale positie van 90°. Deeltjes bewegen daardoor recht langs de lengte van de buis naar de bodem, wat resulteert in een scherp gescheiden pellet en een vlak supernatant-pellet-grensvlak. Dit type is bij uitstek geschikt voor bloedbuiscentrifugering (serum/plasma-scheiding), dichtheidsgradiëntcentrifugatie en celscheiding, waarbij een strak pellet en minimale verstoring van het supernatant belangrijk zijn.
In een verticale rotor staan de buizen rechtop. De centrifugaalkracht drukt deeltjes naar de buiswand in plaats van naar de bodem. Verticale rotoren worden hoofdzakelijk ingezet voor isopycnische en dichtheidsgradiëntcentrifugatie omdat ze de kortste sedimentatiepath hebben en daarmee de snelste scheidingstijden, maar zijn minder geschikt voor routine-pelletering.
Naast de rotorindeling worden centrifuges ook ingedeeld op snelheid en toepassing.
Werkt tot circa 4.000–5.000 RPM (tot ongeveer 3.000–7.000 ×g). Geschikt voor routinetoepassingen zoals het scheiden van bloedfracties (serum, plasma, rode bloedcellen), urinesediment en gistcellen. Doorgaans niet gekoeld en eenvoudig van bediening. Dit is de meest gebruikte laboratoriumapparatuur in klinische en medische laboratoria.
Een brede categorie tafelmodelcentrifuges voor algemeen labgebruik. Afhankelijk van het model zijn snelheden mogelijk van enkele honderden tot meer dan 21.000 ×g. Ze accepteren doorgaans meerdere verwisselbare rotortypen voor volumes van 0,2 ml (PCR-buisjes) tot enkele honderden milliliters. Gekoelde modellen zijn beschikbaar voor temperatuurgevoelige monsters.
Compact tafelmodel voor kleine buisvolumes (0,5–2,0 ml Eppendorf-buisjes). Draait doorgaans tot 14.000–16.000 RPM (circa 16.000–21.000 ×g) bij kamertemperatuur. Onmisbaar in moleculaire biologie voor DNA/RNA-precipitatie, eiwitpelletering en snelle spindownstappen.
Een gespecialiseerde centrifuge voor het meten van de hematocrietwaarde: het volume-aandeel van rode bloedcellen in het totale bloedvolume. De hematocrietcentrifuge draait capillaire buisjes (hematocrietbuisjes) bij 10.000–15.000 RPM zodat de erytrocyten volledig worden gepelleteerd. Na centrifugering wordt de verhouding rode bloedcellen/totaalvolume afgelezen op een hematocrietnomogram. Dit type centrifuge wordt ingezet bij de diagnose van anemie, polycytemie en dehydratie, en is een standaardinstrument in klinische en veterinaire laboratoria.
Bereikt 15.000–30.000 RPM met RCF-waarden van 15.000 tot 110.000 ×g. Vrijwel altijd gekoeld en voorzien van programmeerbare versnellings- en vertragingsprofielen. Geschikt voor subcellulaire fractionering, mitochondriënisolatie, DNA/RNA-zuivering en bacteriënsedimentatie. De rotor is doorgaans van titanium of koolstofvezel voor gewicht- en sterkteoptimalisatie.
Draait onder vacuüm bij 60.000–150.000 RPM met RCF-waarden tot 1.000.000 ×g. Onmisbaar voor het isoleren van ribosomen, virussen, lipoproteïnen en membraanfracties, en voor analytische sedimentatiecoëfficiëntbepalingen. Vanwege de extreme snelheden is een nauwkeurige rotorbalancering en regelmatige inspectie op rotor-corrosie essentieel. Voor analytische groottebepaling van dezelfde fracties — virussen, extracellulaire vesikels en lipoproteïnen — zonder de preparatieve tijdsinvestering van ultracentrifugatie is veld-vloeistoffractionering (FFF/AF4) gekoppeld aan MALS de aanvullende karakteriseringsmethode.
Speciaal ontworpen voor diagnostisch laboratoriumgebruik: bloedbuiscentrifugering voor serum- en plasmascheiding, hematocrietbepaling en urineonderzoek. Werkt doorgaans bij 1.000–4.000 RPM met een zwaaiarmrotor. De lagere snelheid minimaliseert hemolyse terwijl voldoende scheiding van bloedcomponenten wordt bereikt.
Elke centrifuge met een actief koelsysteem dat de rotor- en kamertemperatuur regelt, typisch tussen −20°C en +40°C. Essentieel voor temperatuurgevoelige biologische monsters zoals levende cellen, enzymen, RNA en antilichamen, waarbij warmteontwikkeling door de rotorwrijving de meetwaarde kan beïnvloeden.
RPM (toeren per minuut) geeft alleen de rotatiesnelheid aan, niet de daadwerkelijke kracht die op het monster wordt uitgeoefend. Twee rotoren met verschillende diameters die op dezelfde RPM draaien, oefenen een volledig verschillende centrifugaalkracht uit op het monster. Een grote rotor met een groter straal genereert bij dezelfde RPM een veel hogere g-kracht dan een kleine rotor.
RCF (Relative Centrifugal Force, uitgedrukt in ×g) beschrijft de werkelijke kracht die op het monster inwerkt, ongeacht het type rotor of centrifuge. De formule is: RCF = 1,118 × 10−5 × r × RPM2, waarbij r de straal in millimeter is van de rotoras tot het monster. Alle centrifuge berekeningen kunt u uitvoeren met onze tool op onze website. Door protocollen in RCF op te geven in plaats van RPM zijn resultaten reproduceerbaar op iedere centrifuge met iedere rotorgrootte. Dit is de reden waarom wetenschappelijke protocollen en klinische richtlijnen vrijwel altijd ×g-waarden specificeren.
Een onevenwichtige rotor veroorzaakt trillingen, beschadigt de motor en lagers, en kan bij hoge snelheden zelfs gevaarlijk zijn. De basisregel is: buizen moeten symmetrisch tegenover elkaar in de rotor worden geplaatst met een zo gelijk mogelijk gewicht. Gebruik daarvoor de volgende werkwijze.
Vul tegenover elke buis een buis van gelijk volume en gewicht. Bij een oneven aantal monsters vult u een extra buis met een gelijke hoeveelheid water als contragewicht. Bij rotoren met zes of meer posities is het doorgaans ook mogelijk om met drie of vier buizen te werken, mits deze op gelijke afstand van elkaar zijn geplaatst (dus tegenover én naast de belaste posities symmetrisch verdeeld). Raadpleeg voor specifieke patronen met 4 of 7 buizen altijd de balanceringstabel in de handleiding van de betreffende rotor, omdat de symmetrievereisten per rotor verschillen. Bij een rotor van 24 posities kunt u 7 buizen balanceren door gebruik te maken van de symmetrische verdelingsschema's die fabrikanten meegeven, waarbij de resterende posities worden bezet door contragewichten of lege buisjes van gelijk gewicht.
Let er bij het balanceren op dat u buizen afweegt op basis van gewicht, niet alleen op basis van volume: twee buizen met hetzelfde vulvolume maar een verschillend soortelijk gewicht van de inhoud kunnen toch een merkbaar gewichtsverschil hebben. Gebruik bij twijfel een analytische balans om busparen te vergelijken.
Bij correct gebruik is een laboratoriumcentrifuge een veilig apparaat, maar bij onjuiste bediening kunnen hoge kinetische energie en het roterende systeem gevaarlijke situaties opleveren. De voornaamste veiligheidsregels zijn als volgt.
Inspecteer de rotor vóór elk gebruik visueel op corrosievlekken, haarscheurtjes of putvorming, met name bij aluminium rotoren die in contact zijn geweest met agressieve of zoute oplossingen. Gebruik nooit een beschadigde rotor: de risico's bij rotorfalen op hoge snelheid zijn ernstig. Controleer dat de rotor correct op de aandrijfas is vastgezet en dat alle deksel- en emmerbevestigingen vergrendeld zijn. Plaats de centrifuge op een stabiele, vlakke ondergrond met voldoende ruimte voor ventilatie rondom het apparaat; blokkeer de koelventilatieopeningen niet. Gebruik uitsluitend centrifugebuizen die zijn goedgekeurd voor de maximale g-waarde en het rotortype dat u gebruikt. Open het deksel nooit terwijl de rotor nog draait; alle moderne centrifuges zijn voorzien van een veiligheidsintergrendeling die dit voorkomt, maar forceer die nooit. Centrifugeer geen brandbare of bijtende vloeistoffen in een niet-daarvoor gecertificeerde centrifuge zonder explosieveilige behuizing. Bij zichtbare trillingen of ongewone geluiden dient u de centrifuge onmiddellijk te stoppen en te inspecteren voordat u doorgaat.
Bij vier buizen plaatst u deze in twee tegenoverliggende paren, zodat elk paar in gewicht in evenwicht is en de twee paren samen symmetrisch over de rotor verdeeld zijn. Bij een oneven aantal zoals zeven buizen is een symmetrische verdeling niet vanzelfsprekend: u vult de ontbrekende posities met contragewichten of lege buizen van gelijk gewicht, verdeeld volgens het balanceringsschema van de betreffende rotor. Omdat de exacte posities per rotormodel verschillen, raadpleegt u altijd de balanceringstabel in de handleiding van de rotor voordat u met een oneven aantal buizen centrifugeert.
Regelmatig onderhoud verlengt de levensduur van de centrifuge, voorkomt besmetting van monsters en is essentieel voor een veilige werking.
Reinig de centrifugekamer en de rotor na elk gebruik met een vochtige doek en een mild, niet-corrosief reinigingsmiddel. Verwijder eventuele monsterresten direct om corrosie van het aluminium rotor-oppervlak te voorkomen. Bij gekoelde centrifuges kan zich condens of ijsvorming in de kamer voordoen; laat na gebruik het deksel open staan zodat vocht kan verdampen, en verwijder overtollig water met droge absorptiematerialen voordat u de kamer afsluit. Controleer de rotor periodiek op oxidatiesporen of putcorrosie; aluminium rotoren zijn bijzonder gevoelig voor chloride-houdende buffers (zoals PBS) en zoutoplossingen bij hogere concentraties. Een aangetaste rotor moet uit gebruik worden genomen.
Controleer de RPM-kalibratie en de kamertemperatuur (bij gekoelde modellen) periodiek met een externe tachometer respectievelijk een gecalibreerde thermometer als onderdeel van uw apparatuurkwalificatie. In een GLP- of GMP-omgeving zijn de kalibratiefrequentie en de bijbehorende documentatie vastgelegd in de apparatuurbeheersprocedure.
In klinische en medische laboratoria is de benchtop-centrifuge met zwaaiarmrotor voor bloedbuizen verreweg het meest voorkomend: eenvoudig in gebruik, geschikt voor standaard serumbuizen en EDTA-buizen, en weinig onderhoudsgevoelig. In onderzoekslaboratoria neemt de microcentrifuge die positie in voor kleine volumes en snelle spindownstappen in moleculaire biologie.
Dat verschilt sterk per type. Als globaal overzicht:
Het opgegeven toerental (RPM) zegt echter weinig over de daadwerkelijke scheidingskracht; daarvoor is de RCF (×g) de relevante parameter. Een grote rotor op 3.000 RPM kan een hogere g-kracht uitoefenen dan een kleine rotor op 5.000 RPM.
Een klinische centrifuge is speciaal ontworpen voor diagnostisch gebruik met bloedbuizen en andere lichaamsvloeistoffen. Ze werken bij lage tot middelmatige snelheden (1.000–4.000 RPM), zijn voorzien van een zwaaiarmrotor voor standaard bloedbuismaten en zijn zo ontworpen dat hemolyse wordt geminimaliseerd. Ze worden gebruikt voor het scheiden van serum en plasma, het analyseren van urinesediment en het bepalen van de hematocrietwaarde.
Een bloedcentrifuge scheidt bloed in zijn componenten op basis van dichtheidsverschillen. Volbloed in een buis wordt bij 1.500–2.000 ×g gecentrifugeerd gedurende 10–15 minuten. De zwaardere rode bloedcellen (dichtheid ca. 1,10 g/ml) zakken naar de bodem; daarboven vormt zich de buffy coat met witte bloedcellen en bloedplaatjes (dichtheid ca. 1,06–1,08 g/ml); het lichtste bestanddeel, plasma of serum (dichtheid ca. 1,025 g/ml), bevindt zich bovenin. Bij serumbuizen wordt eerst gestold bloed verwerkt zodat het stolsel mee naar de bodem sedimenteert; bij anticoagulantbuizen (EDTA, citraat, heparine) wordt plasma verkregen. Een zwaaiarmrotor wordt hiervoor verkozen boven een hoekrotor omdat hij een vlak supernatant-pellet-grensvlak geeft met minimale kans op het opwervelen van de pellet bij het pipetteren.
Een hogesnelheidscentrifuge werkt bij 15.000–30.000 RPM en genereert krachten tot circa 110.000 ×g. Een ultracentrifuge draait bij 60.000–150.000 RPM en bereikt krachten tot 1.000.000 ×g. Ultracentrifuges draaien bovendien onder vacuüm om luchtweerstand en warmteontwikkeling te elimineren. Ze zijn noodzakelijk voor het isoleren van subcellulaire structuren als ribosomen, virussen en membraanvesikels die bij lagere g-krachten niet sedimenteren. Voor de analytische variant van dezelfde techniek — waarbij sedimentatie tijdens het draaien optisch wordt gemeten in plaats van pelletering — zie analytische ultracentrifugatie (AUC).
Analytische centrifugatie is een ander concept dan de preparatieve centrifugatie die in de rest van dit artikel wordt besproken. Bij preparatieve centrifugatie is het doel een monster te scheiden of te pelleteren voor verdere verwerking; de samenstelling van het monster wordt pas achteraf, buiten de centrifuge, geanalyseerd. Bij analytische centrifugatie wordt de sedimentatie juist tijdens het draaien zelf gemeten, met een optisch detectiesysteem dat door de roterende rotor heen meet. Hiermee worden sedimentatiecoëfficiënten, moleculaire massa's en homogeniteit van macromoleculen zoals eiwitten en nucleïnezuren bepaald, zonder dat het monster na afloop nog hoeft te worden bewerkt. Deze techniek wordt vooral toegepast in de biofysica en farmaceutische ontwikkeling, bijvoorbeeld voor karakterisering van eiwitaggregatie en complexvorming. Zie het volledige artikel Analytische ultracentrifugatie (AUC): principe en toepassingen voor sedimentation-velocity- en sedimentation-equilibrium-experimenten, de Svedberg-vergelijking en de rol van AUC naast SEC/MALS bij biofarmaceutische karakterisering.
Bloedbuizen voor de bepaling van sedimentatiesnelheid (BSE/ESR) mogen niet worden gecentrifugeerd, omdat de sedimentatie juist onder normale zwaartekracht en zonder centrifugale verstoring gemeten moet worden. Monsters voor aggregatietests (zoals trombocytenaggregatie) vereisen zeer zachte behandeling en mogen doorgaans niet worden gecentrifugeerd op hoge snelheid om activatie te voorkomen. Raadpleeg altijd het protocol van de betreffende analyse voor de specifieke centrifugeervereisten of -beperkingen.
Nee. Centrifugebuizen zijn gespecificeerd voor een maximale RCF-waarde en een maximaal volume. Gebruik van een buisje boven zijn maximale g-kracht kan leiden tot barsten of imploderen van het buisje, wat gevaarlijk is en het monster vernietigt. Plastic buisjes (PP, PE) verschillen bovendien in chemische bestendigheid en temperatuurweerstand van glazen buisjes. Gebruik altijd buisjes die zijn goedgekeurd voor het type rotor en de beoogde centrifugeeromstandigheden.
De standaardprocedure voor serumscheiding is 10 minuten bij 1.500–2.000 ×g bij kamertemperatuur, na een stoltijd van minimaal 30 minuten (ongestolde buizen geven onvoldoende serum). Voor plasmabuizen (met anticoagulans) is 10–15 minuten bij 1.200–1.500 ×g gebruikelijk. Gekoelde centrifugering (4°C) is vereist voor bepaalde instabiele analytes. Volg altijd het protocol van de fabrikant van de buizen en de vereisten van de analyse.
In principe kan bloed ook onder normale zwaartekracht sedimenteren, maar dat duurt uren tot dagen en geeft een onvolledig gescheiden product dat niet geschikt is voor klinische diagnostiek. In de praktijk zijn er twee alternatieven voor centrifugering die in specifieke contexten worden gebruikt. Filtratiesystemen (zoals bepaalde point-of-care bloedgaspatronen) scheiden plasma van rode bloedcellen via membraanfiltratie zonder centrifuge, voor gebruik op de spoedeisende hulp of naast het bed. Plasmafereseapparatuur scheidt via continue doorstroomcentrifugatie of membraanfiltratie grote plasmavolumes af bij bloeddonatie en therapeutische procedures. Voor diagnostisch laboratoriumgebruik blijft centrifugering de standaard vanwege de snelheid, reproduceerbaarheid en de mogelijkheid om ook buffy coat en erytrocyten te isoleren.
In een medisch laboratorium wordt de centrifuge primair ingezet voor de scheiding van bloed in zijn componenten: serum of plasma voor klinisch-chemische bepalingen, buffy coat voor leukocytenisolatie en rode bloedcellen voor hematocrietmeting en bloedgroepbepaling. Daarnaast wordt gecentrifugeerd bij urineonderzoek (sediment), microbiologische kweekpreparaten en het bereiden van trombocytenenconcentraten zoals PRP (platelet-rich plasma).
Serumbuizen (rode dop, gele dop) worden na stolling gecentrifugeerd om het serum van het stolsel te scheiden. EDTA-buizen (paarse dop) en citraatbuizen (blauwe dop) worden gecentrifugeerd voor plasma. Heparine-buizen (groene dop) leveren eveneens plasma na centrifugering. Buizen voor de bezinkingssnelheid en bloeduitstrijkjes worden niet gecentrifugeerd.
PRP (platelet-rich plasma, bloedplaatjesrijk plasma) wordt bereid via een tweestaps-centrifugeprotocol. De eerste stap scheidt rode bloedcellen van plasma en bloedplaatjes; de tweede stap concentreert de bloedplaatjes. Hiervoor wordt een klinische benchtop-centrifuge met zwaaiarmrotor gebruikt, doorgaans bij 1.500–2.000 ×g voor de eerste spin en 500–800 ×g voor de tweede. De exacte snelheden en tijden variëren per protocol en beoogde bloedplaatjesconcentratie. Hoge snelheden moeten worden vermeden omdat plaatjesactivatie optreedt bij te grote g-krachten, wat de werkzaamheid van het PRP verlaagt.
De naam is afgeleid van het Latijnse centrum (middelpunt) en fugere (vluchten, wegvlieden). Een centrifuge laat inhoud letterlijk “van het middelpunt wegvluchten” door middelpuntvliedende kracht. De tegenhanger, centripetaalkracht, trekt juist naar het middelpunt toe; in een centrifuge is dat de kracht die de buiswand op het monster uitoefent om het in zijn baan te houden.
RPM en RCF zijn geen concurrerende snelheidsmaten maar beschrijven twee verschillende grootheden. RPM geeft het aantal omwentelingen per minuut aan; RCF geeft de daadwerkelijke centrifugaalkracht in veelvouden van de zwaartekracht (×g). Een hogere RPM leidt tot een hogere RCF, maar de verhouding hangt af van de rotorstraal. De vraag welke “sneller” is heeft geen betekenis; voor reproduceerbare scheiding is RCF de juiste parameter om te specificeren en te vergelijken.
Een hoekrotor houdt buizen onder een vaste hoek (14°–45°) en is geoptimaliseerd voor snelle pelletering bij hoge g-krachten met korte looptijden. Een zwaaiarmrotor laat buizen horizontaal uitswaaien zodat deeltjes recht naar de buisbodem sedimenteren; dat geeft een scherper gescheiden pellet en is de voorkeurskeuze voor dichtheidsgradiëntcentrifugatie en het scheiden van bloedcomponenten. De hoekrotor is compacter en haalt hogere maximale snelheden; de zwaaiarmrotor geeft een vlakker supernatant-pellet-grensvlak en minder resuspensie van het pellet tijdens vertraging.
Bij dichtheidsgradiëntcentrifugatie wordt een medium aangebracht in de centrifugebuis dat een continue of discontinue dichtheidsgradiënt vormt — vaak sucrose, Percoll of CsCl. Deeltjes migreren tijdens het centrifugeren naar de positie in de gradiënt waar hun eigen dichtheid gelijk is aan die van het omringende medium (isopycnische banding) of worden gescheiden op basis van sedimentatiecoëfficiënt (zogeheten ratezonal-centrifugatie). Deze techniek maakt het mogelijk om celtypen, virusdeeltjes, DNA-topoisomeren of ribosoomsubunits van elkaar te scheiden op basis van subtiele dichtheidsverschillen die met gewone pelletering niet te onderscheiden zijn.
Zie ook: Laboratorium rotatoren en schudders — wanneer kiest u voor een rotator in plaats van een centrifuge?
Bent u op zoek naar een centrifuge voor uw laboratorium? Bekijk ons volledige assortiment laboratorium centrifuges, van mini centrifuges tot gekoelde tafelbladcentrifuges.
Disclaimer: De informatie in dit artikel is bedoeld als algemene technische toelichting. Canidae Seal B.V. / Labvakhandel.nl aanvaardt geen aansprakelijkheid voor de toepassing van deze informatie in specifieke analytische, klinische of industriële situaties. Raadpleeg voor uw eigen toepassing altijd de geldende normen, vakliteratuur en de documentatie van fabrikant en apparatuur.
Inloggen
Wachtwoord vergeten
Account aanmaken
Uw winkelwagen is leeg.
