Dunnelaagchromatografie (Thin Layer Chromatography, TLC) is een eenvoudige, snelle en goedkope scheidingstechniek waarmee verbindingen kwalitatief worden geanalyseerd of van elkaar worden onderscheiden. Een monster wordt aangebracht op een vaste stationaire fase — meestal silicagel op een aluminium- of glasplaat — en vervolgens loopt een vloeibare mobiele fase (het eluens) door capillaire werking omhoog langs de plaat. Verbindingen migreren met verschillende snelheden afhankelijk van hun affiniteit voor de stationaire fase versus de mobiele fase. TLC wordt breed ingezet als snelle screeningsmethode, voor reactiebewaking in de synthese en als eerste stap in methode-ontwikkeling voor HPLC.
De mate waarin een verbinding meereist met de mobiele fase wordt uitgedrukt in de retentiefactor Rf:
Rf = afstand afgelegd door de stof (mm) ÷ afstand afgelegd door het loopfront (mm)
De Rf-waarde ligt per definitie tussen 0 en 1. Een Rf van 0,5 betekent dat de stof halverwege de plaat tot stilstand is gekomen terwijl het loopfront de bovenkant bereikte. Polaire verbindingen hebben een lage Rf op silicagel (hoge affiniteit voor de polaire stationaire fase); apolaire verbindingen hebben een hogere Rf. De Rf-waarde is karakteristiek voor een verbinding onder gegeven omstandigheden — plaat, eluens, temperatuur — en kan worden gebruikt voor tentatieve identificatie door vergelijking met referentiestoffen die op dezelfde plaat worden meegelopen.
De meest gebruikte stationaire fase is silicagel 60 (gemiddelde poriëndiameter 60 Å), aangebracht als dunne laag op een aluminium- of glasdrager. Silicagel is polair: verbindingen met hydroxylgroepen, amines of carboxylzuren interageren sterk met de silanol-groepen op het oppervlak en migreren langzaam. Voor omgekeerd-fase TLC (RP-TLC) worden platen met C18-gemodificeerd silicagel gebruikt, waarbij het principe overeenkomt met RP-HPLC.
Andere stationaire fasen zijn aluminiumoxide (aluminiumoxide TLC, geschikt voor basisch- en neutraalgevoelige verbindingen), cellulose (voor hydrofielere verbindingen en aminozuren) en chirale fasen voor enantiomeerscreening.
Platen zijn verkrijgbaar met en zonder UV-indicator (F254 of F366). Een F254-plaat bevat een fluorescerende indicator die geel-groen oplicht onder UV-licht bij 254 nm; verbindingen die UV-licht absorberen verschijnen als donkere vlekken op de fluorescerende achtergrond. Dit is de snelste en meest gebruikte detectiemethode.
TLC bestaat in twee principieel verschillende varianten, gebaseerd op de polariteitsverhouding tussen stationaire en mobiele fase:
De keuze tussen NP-TLC en RP-TLC volgt dezelfde logica als bij HPLC: is de verbinding apolair en goed oplosbaar in organische oplosmiddelen, dan is NP-TLC de eerste keuze. Is de verbinding sterk polair, hydrofiel of ionisch, dan biedt RP-TLC betere scheiding.
De keuze van het eluens bepaalt de selectiviteit. Een polairder eluens verhoogt de Rf-waarden van alle verbindingen (stoffen lopen sneller mee); een apolairder eluens verlaagt ze. Een goed gekozen systeem geeft Rf-waarden tussen 0,2 en 0,8 voor de te scheiden verbindingen, met voldoende onderlinge afstand.
Gangbare eluenssystemen voor silicagel TLC zijn:
Het eluens wordt in de loopkamer gebracht tot een laag van ongeveer 5 mm; de kamer wordt verzadigd met dampen (soms met behulp van filtreerpapier langs de wand) voordat de plaat wordt geplaatst, om reproduceerbare resultaten te krijgen.
Het monster wordt aangebracht als kleine, scherpe spot of streep op de startlijn, op circa 1 cm van de onderkant van de plaat. Een te grote spot geeft brede, diffuse vlekken en slechte scheiding. Aanbrenging gebeurt met:
De monsterconcentratie ligt typisch tussen 1 en 10 mg/ml in een vluchtig oplosmiddel (dichloormethaan, aceton, methanol). Na aanbrenging wordt het oplosmiddel volledig verdampt voordat de plaat in de loopkamer wordt geplaatst.
Een TLC-analyse verloopt altijd in drie opeenvolgende stappen:
Niet alle verbindingen zijn zichtbaar met het blote oog of onder UV-licht. De volgende detectiemethoden worden routinematig ingezet:
High Performance TLC (HPTLC) is een geautomatiseerde, gekwantificeerde variant van klassieke TLC. HPTLC gebruikt platen met fijner silicagel (gemiddelde deeltjesgrootte 5 µm versus 10–12 µm bij standaard TLC), waardoor scherpere banden en hogere plategetallen worden bereikt. Monsteraanbrenging en documentatie zijn volledig geautomatiseerd. HPTLC wordt toegepast in farmaceutische kwaliteitscontrole (identificatietest van werkzame stoffen conform Ph.Eur.), voedingsmiddelenanalyse (kleurstoffen, mycotoxinen) en fytochemisch onderzoek.
TLC is in het syntheselaboratorium onmisbaar voor reactiebewaking: door op regelmatige tijdstippen een spot van het reactiemengsel naast de uitgangsverbinding en het gewenste product te lopen, is de voortgang van de reactie direct zichtbaar. Ook de zuiverheid van fracties na kolomchromatografie wordt routinematig met TLC gecontroleerd.
Door een onbekend monster op dezelfde plaat te lopen als een referentiestandaard (co-spotting), kan een verbinding tentatief worden geïdentificeerd. Gelijke Rf-waarde én gelijke kleur bij visualisatie zijn een sterke aanwijzing voor identiteit, maar geen bewijs — daarvoor is bevestiging via HPLC, GC of spectroscopie noodzakelijk.
TLC wordt standaard gebruikt om het juiste eluenssysteem voor preparatieve kolomchromatografie te bepalen. Als vuistregel: het eluens waarbij de gewenste verbinding op TLC een Rf van 0,2–0,3 heeft, is een goed startpunt voor de kolomchromatografie.
Diverse monografieën in de Europese Farmacopee (Ph.Eur.) schrijven TLC voor als identiteitstest of onzuiverheidsgrens. In de levensmiddelenanalyse wordt TLC ingezet voor snelle screening op voedselkleurstoffen, lipiden en mycotoxinen.
Voor hogere resolutie, kwantificering en betere reproduceerbaarheid is HPLC de aangewezen vervolgstap. Voor vluchtige verbindingen biedt gaschromatografie (GC) hogere scheidingsefficiëntie. Preparatieve scheiding van grotere hoeveelheden verbindingen wordt uitgevoerd via kolomchromatografie op silicagel of via preparatieve HPLC. Voor de analyse van ionen in waterige oplossingen is ionenchromatografie (IC) de aangewezen methode. Voor molecuulgewichtskarakterisering van macromoleculen wordt grootte-exclusiechromatografie (SEC/GPC) ingezet.
De naam beschrijft letterlijk de opbouw van het systeem. De stationaire fase — meestal silicagel — wordt als een dunne laag van 0,2 tot 0,25 mm aangebracht op een vlakke drager van glas, aluminium of plastic. Die dunne laag onderscheidt TLC van klassieke kolomchromatografie, waarbij de stationaire fase in een verticale buis is gepakt, en van papierchromatografie, waarbij het papier zelf als drager en stationaire fase fungeert. De Engelse naam Thin Layer Chromatography (TLC) verwijst naar diezelfde dunne laag: thin = dun, layer = laag. De afkorting TLC is in vrijwel alle talen overgenomen; in het Nederlands wordt naast dunnelaagchromatografie ook de afkorting DLC gebruikt, hoewel TLC verreweg de meest gangbare aanduiding blijft.
De dode tijd (ook wel t0 of tM genoemd) is de tijd die een component nodig heeft om door het chromatografisch systeem te bewegen zonder enige wisselwerking met de stationaire fase. Bij kolomchromatografie en HPLC is dit de tijd die het oplosmiddel zelf of een volledig niet-retinerende stof nodig heeft om van het injectpunt naar de detector te reizen. Bij TLC is er geen dode tijd in de klassieke zin, maar het equivalente concept is de migratieafstand van het loopfront: het loopfront vertegenwoordigt de maximale afstand die de mobiele fase heeft afgelegd, en de Rf-waarde van een volledig niet-retinerende stof (Rf = 1,0) is het theoretische equivalent van de dode tijd. Een component met Rf = 0 heeft geen enkele affiniteit voor de mobiele fase en blijft op de startlijn staan; een component met Rf = 1,0 heeft geen affiniteit voor de stationaire fase en reist mee met het loopfront. In de HPLC-context is kennis van de dode tijd essentieel voor het berekenen van de retentiefactor k, die beschrijft hoeveel langer een component in de kolom verblijft ten opzichte van een niet-retinerende stof.
Tailing (sleepvorming) bij basische verbindingen op silicagel wordt veroorzaakt door interactie met zure silanolgroepen op het silicaoppervlak. Oplossingen zijn: een kleine hoeveelheid triëthylamine (1–5 %) toevoegen aan het eluens, gebruik van gedesactiveerd of gemodificeerd silicagel, of overstappen op aluminiumoxide als stationaire fase. Bij zure verbindingen kan toevoeging van azijnzuur (1 %) vergelijkbare sleepvorming onderdrukken.
De grootte en scherpte van de startspot bepalen rechtstreeks de kwaliteit van de scheiding. Een te grote spot veroorzaakt overbelading van de stationaire fase: meer moleculen concurreren om dezelfde bindingsplaatsen op het silicagel, waardoor verbindingen diffuus uitwaaieren in plaats van als scherpe band te migreren. Het gevolg zijn brede, vage vlekken die moeilijk te interpreteren zijn en waarvan de Rf-waarde onnauwkeurig te bepalen is. Bovendien kunnen twee componenten die dicht bij elkaar liggen niet meer worden onderscheiden als hun brede vlekken overlappen. Een goede startspot heeft een diameter van maximaal 1 tot 2 mm. Dit bereikt u door het monster in een vluchtig oplosmiddel op te lossen bij een concentratie van 1 tot 10 mg/ml, een fijn capillair te gebruiken en de spot zo nodig meerdere keren aan te brengen met tussentijds drogen in plaats van één keer een grote hoeveelheid te spotteren.
Ja, op twee manieren. Ten eerste geeft de vlekgrootte na het lopen een indicatie van de concentratie: een intensere, grotere vlek wijst op een hogere hoeveelheid stof, een zwakke of kleine vlek op een lage concentratie. Dit is echter slechts een grove schatting — nauwkeurige kwantificering vereist HPTLC met densitometrische meting. Ten tweede is de vlekgrootte een kwaliteitsmaatstaf voor de scheiding zelf: scherpe, ronde vlekken met een duidelijke grens wijzen op een goed gekozen eluens en een niet-overbelaste plaat. Grote, diffuse of uitgelopen vlekken wijzen op overbelading, een te sterk eluens, of slechte kamerverzadiging. Bij het beoordelen van zuiverheid geldt: als een vlek groter en minder scherp is dan de referentie bij gelijke concentratie, kan dat een aanwijzing zijn voor co-eluerende onzuiverheden.
De kwaliteit van een TLC-analyse hangt af van een reeks beheersbare variabelen. De meest effectieve verbeteringen zijn de volgende. Kleinere, scherpere spots: breng het monster aan als een zo klein mogelijke spot (diameter maximaal 1–2 mm) bij een monsterconcentratie van 1–10 mg/ml in een vluchtig oplosmiddel; meerdere kleine aanbrengen met tussentijds drogen geeft betere resultaten dan één grote spot. Betere kamerverzadiging: laat de gesloten loopkamer minimaal 15 minuten equilibreren met het eluens vóór het plaatsen van de plaat, en gebruik een strook filtreerpapier langs de wand om het verzadigingsoppervlak te vergroten. Eluensselectie: kies een eluens waarbij de doelverbinding een Rf van 0,2–0,5 heeft; bij Rf boven 0,7 loopt alles te snel mee en is scheiding onvoldoende; bij Rf onder 0,2 beweegt de stof nauwelijks. Temperatuurbeheersing: voer TLC uit bij een constante kamertemperatuur; temperatuurvariaties beïnvloeden de viscositeit van het eluens en daarmee de Rf-waarden. Plaaткwaliteit: gebruik altijd verse platen uit een gesloten verpakking; vochtige of verontreinigde platen geven diffuse spots en afwijkende Rf-waarden. Voor structureel betere prestaties is de overgang naar HPTLC met fijner silicagel (5 µm) en geautomatiseerde spotting de meest effectieve verbetering.
Twee vlekken kunnen twee verschillende dingen betekenen, afhankelijk van hoe de plaat is opgezet. Als u één monster heeft aangebracht en er twee vlekken verschijnen, bevat het monster minstens twee componenten met verschillende Rf-waarden — het is een mengsel of bevat een onzuiverheid. Als u een monster naast een referentiestof als afzonderlijke spots heeft aangebracht en beide geven één vlek op dezelfde hoogte met dezelfde kleur bij visualisatie, is dat een sterke aanwijzing dat monster en referentie identiek zijn. Bij co-spotting — waarbij monster en referentie op dezelfde startpositie zijn aangebracht — duidt één scherpe vlek op identiteit; twee vlekken op dezelfde positie wijzen op een mengsel of concentratieverschil. Twee vlekken bij een vermeend zuiver product zijn altijd een signaal om nader te onderzoeken: herhaal de analyse in een ander eluenssysteem en overweeg aanvullende analyse via LC-MS of NMR.
Niet noodzakelijk. Twee verschillende verbindingen kunnen dezelfde Rf hebben in één bepaald eluenssysteem. Herhaal de analyse in een tweede, anders samengesteld eluenssysteem met andere polariteit. Als de Rf-waarden ook dan overeenkomen, en de kleur bij visualisatie gelijk is, is de kans op identiteit groot, maar definitieve bevestiging vereist spectroscopisch of chromatografisch onderzoek (LC-MS, NMR).
Bij papierchromatografie is cellulose de stationaire fase en water (gebonden in de cellulosevezels) de eigenlijke scheidingsfase. TLC op silicagel biedt hogere resolutie, snellere looptijden en een breder scala aan eluenssystemen. Papierchromatografie wordt nog gebruikt voor suikers en aminozuren in onderwijssettings, maar is in analytische laboratoria grotendeels vervangen door TLC en HPLC.
Standaard TLC op silicagel werkt via adsorptie: verbindingen worden tijdelijk gebonden aan het oppervlak van de stationaire fase via waterstofbruggen, dipool-dipool interacties en van der Waals-krachten. De scheiding berust op verschillen in adsorptiesterkte aan het silicaoppervlak. Hoe sterker een verbinding adsorbeert, hoe langzamer ze migreert.
Bij partitiechromatografie is het scheidingsmechanisme anders: verbindingen verdelen zich over twee niet-mengbare fasen op basis van hun verdelingscoëfficiënt, vergelijkbaar met een schudtrechterextractie die continu wordt herhaald. Klassieke papierchromatografie werkt via partitie (water gebonden in de cellulosevezels als stationaire vloeistoffase, organisch oplosmiddel als mobiele fase). Omgekeerde fase TLC op C18-silicagel bevat elementen van beide mechanismen: adsorptie aan de gemodificeerde oppervlakken én partitie tussen de gebonden C18-fase en de waterige mobiele fase.
In de praktijk is het onderscheid voor routinematig TLC-gebruik minder relevant dan de keuze van stationaire fase en eluens. Voor methode-ontwikkeling en het verklaren van onverwacht gedrag van verbindingen (tailing, co-elueren) is begrip van het scheidingsmechanisme wel essentieel.
Kamerverzadiging zorgt ervoor dat de atmosfeer boven het eluens in evenwicht is met de damp van het oplosmiddelmengsel. Zonder verzadiging verdampt het eluens aan de voor- en zijkant van de plaat sneller dan aan de achterkant, waardoor een kromgetrokken loopfront (concaaf) ontstaat en de Rf-waarden van spots aan de randen afwijken van die in het midden. Kamerverzadiging bereikt u door het eluens minimaal 10–15 minuten in de gesloten kamer te laten staan — eventueel met een strook filtreerpapier langs de wand om het verzadigingsoppervlak te vergroten — voordat de plaat wordt geplaatst.
Als de startspots onder het eluensniveau komen te staan, lost het monster direct op in de vloeistof in de kamer in plaats van door capillaire werking omhoog te worden getransporteerd. Het monster diffundeert dan ongecontroleerd in alle richtingen door het eluens, waardoor geen scheiding plaatsvindt en de spots volledig verloren gaan. De startlijn moet daarom altijd minstens 5 tot 10 mm boven het eluensniveau liggen. In de praktijk vult u de loopkamer tot een hoogte van maximaal 5 mm met eluens en brengt u de monsters op een startlijn van circa 10 mm van de onderrand van de plaat aan. Controleer het eluensniveau altijd vóór het plaatsen van de TLC-plaat, zeker wanneer u werkt met een mengsel van oplosmiddelen waarbij de dichtheden sterk kunnen verschillen.
Bij co-spotting brengt u het onbekende monster en een referentiestandaard op dezelfde startpositie aan, zodat beide samen lopen. Als slechts één vlek zichtbaar is na visualisatie, is de Rf van het monster identiek aan die van de referentie in dit eluenssysteem — een sterke aanwijzing voor gelijkheid. Twee vlekken op dezelfde positie sluiten identiteit echter niet uit als de concentraties sterk verschillen. Co-spotting is de snelste methode voor een eerste identiteitscheck naast het parallel lopen van monster en referentie als afzonderlijke spots op dezelfde plaat.
F254-platen (kortegolf UV, 254 nm) zijn de meest universele keuze: elke verbinding die UV-licht absorbeert — aromatische ringen, geconjugeerde dubbele bindingen — verschijnt als donkere vlek op de geel-groene fluorescentie-achtergrond. F366-platen (langegolf UV, 366 nm) zijn geschikt voor verbindingen die zelf fluoresceren, zoals bepaalde polycyclische aromatische koolwaterstoffen (PAK’s), flavonoïden en enkele vitamines: die verschijnen als helder gekleurde vlekken op een donkere achtergrond. Sommige laboratoria gebruiken beide golflengten na elkaar op dezelfde plaat om zo veel mogelijk verbindingen in kaart te brengen.
Het belangrijkste verschil zit in de deeltjesgrootte van het silicagel en de mate van automatisering. Standaard TLC-platen bevatten silicageldeeltjes van 10–12 µm, terwijl HPTLC-platen werken met deeltjes van gemiddeld 5 µm. Kleinere deeltjes geven smaller, scherper gevormde spots, hogere plategetallen en daarmee betere scheiding in kortere looptijden. Bij HPTLC zijn spotting, loopafstand en documentatie gestandaardiseerd en geautomatiseerd, wat de kwantificeerbaarheid en reproduceerbaarheid sterk verbetert. Kwalitatieve screening in het syntheselaboratorium wordt typisch met standaard TLC gedaan; gevalideerde identificatietests conform de Europese Farmacopee (Ph.Eur.) of kwantitatieve toepassingen vereisen HPTLC.
TLC en HPLC berusten op hetzelfde scheidingsprincipe — verdeling van componenten tussen een mobiele en een stationaire fase — maar verschillen fundamenteel in uitvoering en informatiedichtheid. Bij TLC beweegt de mobiele fase door capillaire werking omhoog langs een open plaat; bij HPLC wordt de mobiele fase met hoge druk door een gesloten kolom geperst. TLC is snel, goedkoop en vereist minimale apparatuur, maar is beperkt tot kwalitatieve analyse (tenzij HPTLC), heeft een lagere gevoeligheid en geeft Rf-waarden die niet altijd overdraagbaar zijn tussen laboratoria. HPLC biedt nauwkeurige kwantificering, hogere resolutie, betere reproduceerbaarheid en is geschikt voor complexe matrices, maar vereist dure apparatuur en meer methodeontwikkeling. In de praktijk vullen beide technieken elkaar aan: TLC dient als snelle screeningsmethode en voor het bepalen van het juiste eluenssysteem; HPLC wordt ingezet voor validatie, kwantificering en definitieve identificatie. Als vuistregel geldt: de Rf-waarde die op TLC een goede scheiding geeft, is een startpunt voor de HPLC-methode-ontwikkeling.
Voor basale TLC-analyse volstaan weinig hulpmiddelen: een loopkamer (een afgesloten glazen beker of een specifieke TLC-tank), de TLC-plaat zelf, een capillair of microsyringe voor het aanbrengen van het monster, en een UV-lamp (254 nm en/of 366 nm) voor visualisatie. Aanvullend worden kleurreagentia zoals kaliumpermanganaat-oplossing of ninhydrinespray gebruikt voor verbindingen die geen UV-absorptie vertonen. Voor HPTLC komen daar een geautomatiseerde spotter, een gestandaardiseerde loopkamer en een densitometer bij voor kwantificering. Het lage apparatuurvereiste is een van de grote voordelen van TLC ten opzichte van instrumentele technieken als HPLC of gaschromatografie.
Interpretatie verloopt in drie stappen. Bereken eerst de Rf-waarde van elke zichtbare vlek: deel de afstand van de startlijn tot het middelpunt van de vlek door de afstand van de startlijn tot het loopfront. Vergelijk vervolgens de Rf-waarden van uw monster met die van de meegelopen referentiestoffen op dezelfde plaat: gelijke Rf én gelijke kleur bij visualisatie zijn een sterke aanwijzing voor identiteit. Beoordeel ten slotte het aantal vlekken: één scherpe vlek duidt op een zuiver monster, meerdere vlekken wijzen op een mengsel of onzuiverheden. Let daarbij op de vlekintensiteit (indicatief voor concentratie) en de vorm — ronde vlekken zijn ideaal, sleepvormige vlekken (tailing) of vooruitlopende vlekken (fronting) wijzen op interacties met de stationaire fase of overbelasting van de plaat.
Ja, TLC is nog volop in gebruik. De techniek is niet vervangen door HPLC of andere instrumentele methoden, maar heeft een complementaire rol ingenomen. In syntheselaboratoria is TLC de standaard snelcheck voor reactievoortgang en fractionszuiverheid; in de farmaceutische industrie schrijft de Europese Farmacopee (Ph.Eur.) TLC-identiteitstests voor als wettelijk vereiste kwaliteitscontrole; in fytochemisch en voedingsmiddelenonderzoek blijft TLC de eerste screeningstap voor complexe matrices. De betrouwbaarheid van TLC is hoog voor kwalitatieve doeleinden: Rf-waarden zijn reproduceerbaar binnen een laboratorium als plaat, eluens en kamerverzadiging consistent zijn. De beperkingen liggen op het kwantitatieve vlak — nauwkeurige kwantificering vereist HPTLC met gestandaardiseerde apparatuur — en in de overdraagbaarheid van Rf-waarden tussen laboratoria, die door kleine variaties in plaatkwaliteit en temperatuur kan afwijken.
TLC combineert een uniek pakket eigenschappen dat geen andere analytische techniek in dezelfde mate biedt: het is goedkoop, snel, vereist minimale apparatuur en kan tegelijkertijd meerdere monsters naast referenties analyseren op één plaat. Die combinatie maakt TLC onvervangbaar als eerste analytische stap. In de organische synthese geeft TLC binnen minuten uitsluitsel over reactievoortgang zonder kostbare instrumenttijd te verbruiken. In de farmaceutische kwaliteitscontrole is TLC wettelijk verankerd in de Europese Farmacopee als identiteitstest voor honderden werkzame stoffen — een rol die geen andere techniek zo kostenefficiënt kan vervullen bij de schaal van routinematige batchcontrole. In het onderwijs maakt TLC chromatografische principes direct zichtbaar zonder specialistische apparatuur. Ten slotte fungeert TLC als onmisbare brug naar instrumentele methoden: het juiste eluenssysteem voor HPLC of kolomchromatografie wordt standaard eerst op TLC bepaald, wat dure instrumenttijd en materiaalverspilling voorkomt. TLC is daarmee niet slechts een historische techniek die door modernere methoden zou moeten zijn verdrongen, maar een rationele keuze voor specifieke analytische taken waarbij snelheid, kosten en eenvoud zwaarder wegen dan precisie en kwantificering.
In de farmaceutische kwaliteitscontrole dient TLC primair als identiteitstest: de monografie van een werkzame stof in de Europese Farmacopee (Ph.Eur.) of de Amerikaanse Pharmacopeia (USP) beschrijft een specifiek TLC-systeem (plaat, eluens, detectiemethode) waarmee de stof een vastgelegde Rf-waarde moet geven, vergeleken met een gecertificeerde referentiestandaard. Daarnaast wordt TLC ingezet voor onzuiverheidsgrenzen: nevenvlekken mogen niet intenser zijn dan de referentievlek van een bekende onzuiverheid bij een gegeven concentratie. Voor kwantificering van werkzame stoffen in eindproducten wordt HPTLC ingezet met densitometrische detectie. TLC combineert in deze context de wettelijke eenvoud van een visuele test met voldoende onderscheidend vermogen voor routinematige batchcontrole.
Voor dunnelaagchromatografie levert Labvakhandel chromatografiebenodigdheden waaronder vials en flacons voor monsteroplossingen, bekers als loopkamer, en handschoenen en veiligheidsbrillen voor het werken met organische oplosmiddelen. Neem contact op voor advies.
Onderdeel van: Voedingslaboratorium
Disclaimer: De informatie in dit artikel is bedoeld als algemene technische toelichting. Canidae Seal B.V. / Labvakhandel.nl aanvaardt geen aansprakelijkheid voor de toepassing van deze informatie in specifieke analytische, klinische of industriële situaties. Raadpleeg voor uw eigen toepassing altijd de geldende normen, vakliteratuur en de documentatie van fabrikant en apparatuur.
Inloggen
Wachtwoord vergeten
Account aanmaken
Uw winkelwagen is leeg.
