Kwantitatieve PCR (qPCR), ook wel real-time PCR genoemd, is een moleculaire techniek waarmee specifieke DNA- of RNA-sequenties in een monster worden aangetoond én gekwantificeerd. Anders dan bij conventionele PCR wordt de amplificatie niet achteraf zichtbaar gemaakt op een gel, maar gevolgd tijdens elke cyclus via een fluorescent signaal. Dit maakt qPCR tot de gouden standaard voor nauwkeurige, reproduceerbare kwantificering van nucleïnezuren in onderzoek, diagnostiek en kwaliteitscontrole.
Conventionele PCR (end-point PCR) vermenigvuldigt een DNA-fragment en toont het resultaat aan het einde van de reactie, doorgaans via gelelektroforese. Het geeft een kwalitatief antwoord: aanwezig of afwezig. qPCR meet het fluorescentiesignaal na iedere cyclus en koppelt de meetwaarde aan de hoeveelheid startmateriaal. Dit maakt kwantificering mogelijk zonder gel, met een lager besmettingsrisico en een grotere dynamische meetrange (doorgaans 6–7 log-eenheden). Lees meer over de gel-stap in ons artikel over gelelektroforese. Voor toepassingen die gericht zijn op het detecteren van puntmutaties en allelvarianten, zie ook ons artikel over SNP-genotypering en PCR-technieken. Voor volle-lengte transcriptanalyse en directe RNA-kwantificering zonder cDNA-conversie, zie het artikel over long-read sequencing.
qPCR biedt ten opzichte van conventionele PCR een aantal concrete voordelen. Omdat de fluorescentie per cyclus wordt gemeten, zijn kwantificering en kwaliteitscontrole mogelijk zonder een aparte gelstap — wat tijd bespaart en het risico op aerosolcontaminatie vermindert. De dynamische meetrange van qPCR (6–7 log-eenheden) maakt nauwkeurige kwantificering over een groot concentratiebereik mogelijk, iets wat met end-point PCR niet haalbaar is. Bovendien is qPCR eenvoudig te automatiseren en te combineren met gestandaardiseerde reagentia voor hoge doorzet. Conventionele PCR blijft nuttig voor eenvoudige aanwezigheids/afwezigheidsdetectie, sequentieverificatie en kloneringsdoeleinden waarbij kwantificering geen vereiste is.
Binnen de PCR-familie worden drie hoofdtypen onderscheiden die elk een eigen doel dienen. Conventionele PCR (end-point PCR) levert een kwalitatief resultaat: na de reactie wordt het product op een agarosegel zichtbaar gemaakt. qPCR (quantitative PCR, ook real-time PCR) meet het signaalniveau per cyclus en maakt kwantificering mogelijk. RT-qPCR (reverse transcription qPCR) voegt een reverse-transcriptiestap toe om RNA als startmateriaal te kunnen gebruiken. Daarnaast bestaan gespecialiseerde varianten zoals digitale PCR (dPCR/ddPCR) voor absolute kwantificering zonder standaardcurve, en multiplex-PCR voor het gelijktijdig amplificeren van meerdere doelsequenties in één reactie.
Elke qPCR-cyclus bestaat uit drie temperatuurstappen die worden herhaald, typisch 35 tot 45 keer:
Het meest gebruikte enzym is Taq-polymerase, oorspronkelijk geïsoleerd uit de thermofiele bacterie Thermus aquaticus. Voor qPCR worden vrijwel uitsluitend hot-start-varianten ingezet: chemisch of via antilichaam gemodificeerd Taq dat pas actief wordt na een initiële denaturatiestap. Dit voorkomt aspecifieke amplificatie en primer-dimeervorming tijdens het opzetten van de reactie bij kamertemperatuur.
Een real-time thermocycler combineert een precisie-temperatuurblok (of een systeem met verwarmde lucht) met een geïntegreerde optische module. Die module bestaat uit een lichtbron — doorgaans LED's of een halogeenlamp met bandpassfilters — en een detector (CCD-camera of fotomultiplicator). Na elke elongatiestap worden alle wells gelijktijdig belicht; de uitgezonden fluorescentie wordt per kanaal gemeten en door de bijgeleverde software omgezet in een amplificatiecurve. Moderne apparaten beschikken over vier tot zes onafhankelijke detectiekanalen, waarmee multiplex-assays met verschillende fluoroforen gelijktijdig kunnen worden uitgelezen. De nauwkeurigheid van de temperatuuruniformiteit over het blok (typisch ±0,2–0,5 °C) en de optische gevoeligheid zijn bepalend voor de reproduceerbaarheid van Ct-waarden tussen wells en tussen runs.
Er zijn twee veelgebruikte methoden om het PCR-product te detecteren:
Een smeltcurveanalyse wordt direct na de qPCR-cycli uitgevoerd om de specificiteit van het amplificatieproduct te verifiëren. De temperatuur wordt geleidelijk verhoogd van circa 60 naar 95 °C, terwijl de fluorescentie continu gemeten wordt. Zodra het dubbelstrengs DNA bij zijn smelttemperatuur denatureert, valt het SYBR Green-signaal scherp weg. De afgeleide van deze curve (-dF/dT) toont één scherpe piek bij een specifiek amplicon. Meerdere pieken of een verbrede piek wijzen op primer-dimeren of aspecifieke producten en vereisen heroptimalisatie. Smeltcurveanalyse is essentieel bij SYBR Green-assays; bij TaqMan is dit niet nodig omdat de sonde zelf voor sequentiespecificiteit zorgt.
Bij multiplex-qPCR worden meerdere doelsequenties in één reactie gelijktijdig gedetecteerd door TaqMan-sondes met verschillende fluoroforen te combineren (bijvoorbeeld FAM, VIC, HEX, Cy5, Texas Red). Moderne real-time thermocyclers kunnen vier tot zes kanalen onderscheiden. Multiplex bespaart reagentia en monstervolume, en wordt onder meer toegepast bij pathogeendetectie (één assay voor meerdere virussen), kopieaantalvariatie-analyse en het simultaan meten van doelgen en referentiegen voor relatieve kwantificering.
De Ct-waarde (Cycle threshold, ook wel Cq-waarde) is het cyclusnummer waarbij de fluorescentie een vooraf ingestelde drempelwaarde overschrijdt. Hoe lager de Ct, hoe meer startmateriaal er in het monster aanwezig was. Ct-waarden worden gebruikt voor zowel absolute als relatieve kwantificering:
Ct-waarden tussen 20 en 30 worden doorgaans beschouwd als betrouwbaar en kwantificeerbaar. Waarden boven 35 liggen dicht bij de detectiegrens en vereisen voorzichtige interpretatie. Ct-waarden onder 15 kunnen duiden op contaminatie of een te hoge templateconcentratie. Een PCR-efficiëntie tussen 90% en 110% wordt als acceptabel beschouwd; buiten dit bereik is heroptimalisatie van primers of reactieomstandigheden aangewezen.
De PCR-efficiëntie wordt bepaald uit een standaardcurve: een verdunningsreeks (bijvoorbeeld vijf decimale stappen) van bekend template, in duplo of triplo gemeten. De Ct-waarden worden uitgezet tegen de log van de concentratie. De efficiëntie (E) volgt uit de helling van de regressielijn met de formule:
E = 10(−1/slope) − 1
Een efficiëntie van 100% komt overeen met een slope van −3,32 (verdubbeling per cyclus). De R²-waarde van de regressielijn moet minimaal 0,98 zijn. Buiten het bereik 90–110% (slopes tussen −3,58 en −3,10) is heroptimalisatie van de assay nodig.
Een qPCR-experiment is alleen interpreteerbaar wanneer de juiste controles zijn meegenomen. De volgende controles horen tot de standaard:
Elk qPCR-experiment genereert een amplificatiecurve: een grafiek met op de horizontale as het cyclusnummer en op de verticale as de gemeten fluorescentie-intensiteit (uitgedrukt in RFU, Relative Fluorescence Units). De curve maakt de voortgang van de PCR-reactie zichtbaar en is het primaire hulpmiddel voor kwaliteitsbeoordeling en interpretatie van resultaten.
Een correcte amplificatiecurve doorloopt altijd drie herkenbare fasen:
1. Basislijnfase (cyclus 1–15, afhankelijk van de assay). In de eerste cycli is de hoeveelheid PCR-product te gering om een meetbaar fluorescentiesignaal te genereren. De gemeten waarden weerspiegelen uitsluitend achtergrondruis van de mastermix en het optisch systeem. De software gebruikt deze fase om de basislijn te berekenen waaruit de drempellijn wordt afgeleid.
2. Exponentiële fase. Zodra voldoende product aanwezig is, stijgt de fluorescentie steil. In een goed geoptimaliseerde assay verdubbelt de hoeveelheid product per cyclus; de curve heeft dan een karakteristieke S-vorm in het logaritmische aanzicht. In deze fase vindt de Ct-bepaling plaats: het cyclusnummer waarbij de curve de drempellijn snijdt. Hoe lager de Ct, hoe meer startmateriaal aanwezig was.
3. Plateaufase. Na de exponentiële fase vlakt de curve af. Primers, dNTP's en polymerase raken op; de reactie bereikt verzadiging. De maximale fluorescentie in de plateaufase is niet bruikbaar voor kwantificering — monsters met sterk uiteenlopende startconcentraties kunnen hier vergelijkbare eindwaarden bereiken.
De drempellijn (threshold) is de horizontale lijn die bepaalt bij welke fluorescentiewaarde de Ct wordt afgelezen. De meeste software stelt deze automatisch in op basis van de spreiding in de basislijnfase (doorgaans tien maal de standaarddeviatie van de basislijn). Handmatige instelling is noodzakelijk wanneer de automatische drempel in een regio met aspecifiek signaal of een vlakke curve valt. Cruciaal is dat de drempel bij elke vergelijking van meerdere runs consequent op dezelfde waarde wordt gehouden.
De vorm van de amplificatiecurve verraadt problemen in de assay of monstervoorbereiding:
Monsters met identieke Ct-waarden maar een sterk verschillende curvehelling wijzen op een verschil in PCR-efficiëntie tussen wells — een reden om de pipetteerprecisie en de mastermixhomogeniteit te controleren.
Bepaalde matrixcomponenten remmen de polymerase-activiteit en leiden tot vals-negatieve of onderschatte resultaten. Bekende inhibitoren zijn humuszuren (bodem, water), hemoglobine en heparine (bloed), polysachariden (planten), eiwitten en residuen van isolatiebuffers (fenol, ethanol). Inhibitie wordt opgespoord door een verdunningsreeks van het monster (parallelle verschuiving van Ct duidt op inhibitie) of door spike-in van een interne amplificatiecontrole (IAC) met bekende concentratie. Verbeterde nucleïnezuurisolatie of toevoeging van BSA, PVP of facilitators kan inhibitie verminderen.
Wanneer RNA (bijvoorbeeld mRNA) de starttemplate is, wordt eerst een reverse-transcriptie (RT) uitgevoerd met het enzym reverse transcriptase. Het RNA wordt omgezet in complementair DNA (cDNA), dat vervolgens dient als template voor de qPCR-reactie. De volledige werkwijze heet RT-qPCR (of RT-PCR in informeel gebruik). Volgens de MIQE-richtlijnen is RT-qPCR de correcte afkorting voor deze gecombineerde methode; RT-PCR verwijst strikt genomen uitsluitend naar de reverse-transcriptiestap.
RT-qPCR is de standaardmethode voor genexpressieanalyse, het aantonen van RNA-virussen (zoals SARS-CoV-2) en transcriptoomonderzoek.
Een succesvolle RT-qPCR begint met hoogwaardig RNA. Lees meer over de isolatiemethoden, kwaliteitscontrole (A260/A280, RIN-score) en RNase-preventie in het artikel over RNA-isolatie en RNA-analyse.
Klassieke reverse transcriptases zijn afgeleid van retrovirussen: MMLV (Moloney Murine Leukemia Virus) en AMV (Avian Myeloblastosis Virus). Moderne commerciële enzymen zijn vrijwel altijd genetisch gemodificeerde MMLV-varianten met verbeterde thermostabiliteit (actief tot 50–55 °C), verminderde RNase H-activiteit en hogere processiviteit. Hogere reactietemperaturen helpen secundaire structuren in het RNA te ontvouwen en verhogen de specificiteit.
Er zijn twee werkwijzen voor RT-qPCR:
De MIQE-richtlijnen (Minimum Information for Publication of Quantitative Real-Time PCR Experiments, Bustin et al. 2009) definiëren de minimale informatie die nodig is om qPCR-experimenten reproduceerbaar te kunnen rapporteren. De richtlijnen worden door wetenschappelijke tijdschriften, diagnostische laboratoria en regulatoire instanties als referentiekader gehanteerd. Centrale aandachtspunten zijn:
Naleving van MIQE verhoogt de reproduceerbaarheid en is voor publicatie in veel tijdschriften verplicht. Voor diagnostische toepassingen sluiten de MIQE-criteria aan bij validatieeisen onder ISO 15189 en CLSI-richtlijnen.
De begrippen qPCR, real-time PCR en RT-PCR worden in de praktijk door elkaar gebruikt. Ter verduidelijking:
Digitale PCR (dPCR) is een alternatieve kwantificeringsmethode waarbij het monster wordt verdeeld in duizenden tot miljoenen individuele partities. In elke partitie vindt een afzonderlijke PCR-reactie plaats; aan het einde wordt geteld welke partities positief zijn. Uit de Poisson-verdeling volgt vervolgens een absolute molecuultelling, zonder dat een standaardcurve nodig is.
De meest gebruikte variant is droplet digital PCR (ddPCR), waarbij tienduizenden nanoliterdruppels in een water-in-olie-emulsie worden gegenereerd. Daarnaast bestaan chip-based dPCR-systemen, waarbij het monster over microfluïdische compartimenten wordt verdeeld. Digitale PCR is gevoeliger en robuuster dan qPCR bij lage template-concentraties en bij inhiberende matrices, maar is ook duurder en bewerkelijker. De absolute kwantificering zonder standaardcurve maakt dPCR vooral waardevol voor toepassingen waarbij nauwkeurigheid bij zeer lage kopieaantallen cruciaal is, zoals detectie van zeldzame mutaties, minimale restziekte (MRD) in oncologie en verificatie van referentiematerialen. Voor routinematige genexpressie en diagnostische toepassingen blijft qPCR de meest toegepaste methode. Bij proximity ligation assays (3C) wordt qPCR gebruikt om specifieke chromatinecontacten te bevestigen: locus-specifieke primersets amplificeren alleen een product wanneer twee genomische loci door ligation zijn verbonden.
qPCR wordt breed ingezet in laboratoria voor onderzoek en kwaliteitscontrole:
Primers zijn korte, enkelvoudige oligonucleotiden (doorgaans 18–25 basen) die specifiek hybridiseren met de doelsequentie. De keuze van primers is bepalend voor de specificiteit en efficiëntie van de reactie. Aandachtspunten zijn smelttemperatuur (Tm, idealiter 58–62 °C), GC-gehalte (40–60%), afwezigheid van zelfcomplementariteit en amplicon-lengte (100–200 bp voor optimale efficiëntie).
In principe kunnen voor qPCR dezelfde primers worden gebruikt als voor conventionele PCR, mits ze aan bovenstaande criteria voldoen. Voor TaqMan-assays is additioneel een specifieke sonde nodig. Bestaande conventionele PCR-primers hoeven niet per definitie optimaal te zijn voor qPCR: validatie van efficiëntie via een standaardcurve is altijd aan te raden.
qPCR detecteert nucleïnezuren, niet levende cellen. DNA van dode cellen kan na cellyse nog worden geamplificeerd. Voor onderscheid tussen levende en dode cellen wordt propidiummonoazide (PMA) of ethidiummonoazide (EMA) gebruikt: deze reagentia binden covalent aan het DNA van cellen met beschadigde membranen en blokkeren amplificatie, zodat alleen DNA van levende cellen gedetecteerd wordt.
qPCR meet primair DNA. Voor mRNA-kwantificering is een voorafgaande reverse-transcriptiestap nodig (RT-qPCR). qPCR is dus geschikt voor RNA-analyse, maar dan altijd in combinatie met reverse transcriptase. Het is ook mogelijk om genomisch DNA en cDNA in dezelfde assay te onderscheiden door primers te ontwerpen die een intron overspannen: het cDNA-amplicon is dan kleiner dan het genomisch DNA-amplicon.
Het amplificatieplot toont per well de fluorescentie (y-as) uitgezet tegen het cyclusnummer (x-as). De curve doorloopt drie fasen: een basislijnfase (ruis), een exponentiële fase (efficiënte vermenigvuldiging) en een plateaufase (verzadiging). De Ct-waarde is het punt waar de curve de drempellijn snijdt. Curves met een gelijke vorm maar een lagere Ct bevatten meer startmateriaal.
Nee. RT-PCR staat voor Reverse Transcription PCR en verwijst naar de omzetting van RNA naar cDNA. qPCR is de kwantitatieve detectiemethode. Beide worden vaak gecombineerd (RT-qPCR) maar zijn afzonderlijke stappen. In alledaags laboratoriumjargon worden de termen echter frequent door elkaar gebruikt, wat tot verwarring kan leiden.
qPCR wordt ook aangeduid als real-time PCR of quantitative real-time PCR (qRT-PCR, hoewel deze afkorting strikt genomen ook voor RT-qPCR wordt gebruikt). De term "real-time PCR" verwijst naar het feit dat de fluorescentie tijdens elke amplificatiecyclus wordt gemeten, in tegenstelling tot end-point PCR waarbij alleen het eindresultaat wordt geanalyseerd. In oudere literatuur wordt qPCR soms ook als "kinetic PCR" aangeduid. De MIQE-richtlijnen bevelen het gebruik van "qPCR" voor DNA-kwantificering en "RT-qPCR" voor RNA-gebaseerde toepassingen aan.
Real-time PCR is de methode van keuze wanneer kwantificering van nucleïnezuren gecombineerd moet worden met hoge gevoeligheid en een brede dynamische range. Typische situaties zijn: het meten van virusladingen in klinische diagnostiek, genexpressieanalyse waarbij absolute of relatieve hoeveelheden mRNA-transcripten worden vergeleken, detectie van pathogenen in levensmiddelen of milieumonsters, en validatie van genoombewerking. Conventionele PCR volstaat wanneer uitsluitend aanwezigheid of afwezigheid van een sequentie relevant is. Next-generation sequencing biedt meerwaarde bij brede transcriptoomprofilering waarbij onbekende targets in kaart worden gebracht; voor gerichte kwantificering van bekende genen blijft qPCR sneller, goedkoper en eenvoudiger te valideren.
Nee. RT-qPCR en RNA-sequencing (RNA-Seq) zijn complementaire maar wezenlijk verschillende methoden. RT-qPCR kwantificeert vooraf gekozen, bekende doelgenen met behulp van specifieke primers; de methode is snel, kosteneffectief en geschikt voor gerichte validatie of diagnostiek. RNA-Seq maakt gebruik van next-generation sequencing om het volledige transcriptoom tegelijkertijd in kaart te brengen, inclusief onbekende transcripten, alternatieve splicing en fusiegenen. In de praktijk wordt RNA-Seq ingezet voor exploratief onderzoek en hypothesegeneratie, waarna bevindingen van interesse met RT-qPCR worden gevalideerd. De twee methoden zijn dus eerder aanvullend dan uitwisselbaar.
qPCR is een van de meest gevoelige en nauwkeurige methoden voor nucleïnezuurkwantificering in de moleculaire biologie, mits de assay correct is gevalideerd. De detectielimiet ligt doorgaans bij enkele tientallen tot honderden kopieën per reactie, afhankelijk van de mastermix, het amplicon en de templatekwaliteit. De reproduceerbaarheid (coefficient of variation) bij goed geoptimaliseerde assays ligt typisch onder 2–5% voor de Ct-waarde. Factoren die de nauwkeurigheid beïnvloeden zijn: PCR-efficiëntie (idealiter 90–110%), kwaliteit van het template-DNA of -RNA, aanwezigheid van inhibitoren, pipetteerprecisie en de keuze van referentiegenen voor normalisatie. Digitale PCR biedt een hogere absolute nauwkeurigheid bij zeer lage kopieaantallen, maar voor de meeste routine-toepassingen is de nauwkeurigheid van qPCR ruimschoots voldoende.
In de meeste situaties is qPCR niet wezenlijk sneller dan conventionele PCR voor de amplificatiestap zelf: beide gebruiken een vergelijkbaar thermocyclerprogramma van 35–45 cycli. Het tijdvoordeel van qPCR zit in het wegvallen van de nabewerking. Na conventionele PCR volgt een agarosegelelektroforese-stap die inclusief gelbereiding, electroforese en visualisatie doorgaans 45–90 minuten extra kost. Bij qPCR is het resultaat direct na afloop van de run beschikbaar via de software, zonder extra handelingen. Voor routinematige detectie of kwantificering van één of enkele targets is de totale doorlooptijd van qPCR daarmee aanzienlijk korter. Een bijkomend voordeel is dat qPCR geen open buizen na de amplificatie vereist, wat het besmettingsrisico met amplificatieproducten sterk verlaagt. Voor toepassingen waarbij uitsluitend aanwezigheid of afwezigheid hoeft te worden vastgesteld en geen kwantificering nodig is, kan conventionele PCR met gelelektroforese echter de eenvoudigere en goedkopere keuze zijn.
Een qPCR-resultaat wordt als positief beschouwd wanneer de amplificatiecurve de drempellijn overschrijdt met een sigmoïde curve die karakteristiek is voor specifieke amplificatie, én de bijbehorende Ct-waarde onder een vooraf vastgestelde grenswaarde (cutoff) valt. De cutoff wordt bepaald tijdens assayvalidatie, op basis van de verdeling van Ct-waarden in negatieve controles plus een veiligheidsmarge. In diagnostische toepassingen — zoals pathogenendetectie of virusladingbepaling — wordt een Ct-waarde onder de cutoff als positief gerapporteerd; een waarde boven de cutoff als negatief of als "target not detected". Ct-waarden die dicht bij de cutoff liggen (doorgaans Ct > 35 bij een cutoff van 38–40) bevinden zich in de grijze zone en worden als twijfelachtig geclassificeerd; herhaling van de test of bevestiging via een alternatieve methode is dan aangewezen. Belangrijk: een amplificatiesignaal in de NTC bij een lage Ct (onder ~35) maakt het resultaat van naburige wells onbetrouwbaar vanwege mogelijke contaminatie. De cutoff is assayspecifiek en wordt niet universeel vastgesteld; voor klinisch gebruik wordt de cutoff onderbouwd door analytische validatiegegevens conform MIQE-richtlijnen en, voor IVD-toepassingen, conform IVDR-eisen.
In de meeste moderne laboratoria is er geen apparatuurverschil: een real-time thermocycler (qPCR-apparaat) kan zonder aanpassing worden gebruikt voor zowel qPCR als RT-qPCR. Het apparaat voert beide protocollen uit; het enige verschil is dat bij RT-qPCR een initiële reverse-transcriptiestap aan het thermocyclerprogramma wordt toegevoegd (doorgaans 30–60 minuten bij 37–55 °C vóór de qPCR-cycli). De verwarring ontstaat doordat de term "RT-PCR-apparaat" in medische en publieke communicatie — onder meer tijdens de COVID-19-pandemie — breed werd gebruikt voor elk apparaat waarmee RNA-detectie via PCR plaatsvond, terwijl het in werkelijkheid om dezelfde real-time thermocycler gaat. Een onderscheid bestaat wel in de reagentia: voor RT-qPCR zijn een one-step of two-step mastermix met reverse transcriptase nodig naast de gewone qPCR-componenten. Gespecialiseerde snelle PCR-systemen voor point-of-care-diagnostiek — zoals de GeneXpert of Abbott ID NOW — integreren extractie, reverse transcriptie en detectie in één gesloten systeem en zijn formeel geen standaard real-time thermocyclers, maar werken op vergelijkbare amplificatieprincipes.
Voor qPCR zijn naast een real-time thermocycler de volgende verbruiksmaterialen nodig: PCR-platen of tubes geschikt voor de gebruikte cycler (wit voor maximale reflectie bij SYBR Green, transparant voor smeltcurveanalyse), optische afdichtfolie, nucleasevrij water, een mastermix (met polymerase, dNTPs en buffer), primers en optioneel sondes. Monstervoorbereiding vereist doorgaans pipetten, pipetpunten, centrifugebuizen en een geschikte nucleïnezuurisolatiekit. Bekijk het assortiment PCR-platen en microtiterplaten of neem contact op voor advies over de juiste materialen voor uw toepassing.
Voor meer achtergrond over moleculaire biologie en de context van qPCR, zie ook ons artikel over moleculaire biologie en biotechnologie.
qPCR wordt ook ingezet als detectiemethode in chromatine-immunoprecipitatie (ChIP): bij ChIP-qPCR kwantificeert qPCR de verrijking van specifieke genomische loci in het geïmmunoprecipiteerde chromatine-DNA. Voor de bepaling van de exacte nucleotidesequentie van een PCR-amplicon is DNA-sequencing via de Sanger-methode de gebruikelijke verificatiestap.
Disclaimer: De informatie in dit artikel is bedoeld als algemene technische toelichting. Canidae Seal B.V. / Labvakhandel.nl aanvaardt geen aansprakelijkheid voor de toepassing van deze informatie in specifieke analytische, klinische of industriële situaties. Raadpleeg voor uw eigen toepassing altijd de geldende normen, vakliteratuur en de documentatie van fabrikant en apparatuur.
Inloggen
Wachtwoord vergeten
Account aanmaken
Uw winkelwagen is leeg.
