Kolonietelling op een kiemplaat — ook wel pour-plate of spread-plate methode — is de standaardmethode om het aantal levensvatbare micro-organismen in een monster kwantitatief vast te stellen. Het resultaat, uitgedrukt in KVE/ml of KVE/g (kolonievormende eenheden), vormt de basis voor microbiologische kwaliteitscontrole in de voedselindustrie, de farmaceutische sector en de wateranalyse. Dit artikel beschrijft de volledige werkwijze van monsterontname tot registratie, legt de meest gestelde vragen uit en geeft praktische richtlijnen voor het telbereik, de selectie van voedingsbodems en de eisen vanuit relevante normen.
Een kiemplaat is een petrischaal met een gekoelde, gestolde voedingsbodem waarop een verdund monster is uitgeplaat of ingegoten. Elke cel die levensvatbaar is, deelt zich tijdens incubatie en vormt een zichtbare kolonie — een zogenoemde kolonievormende eenheid (KVE, Engels: CFU, Colony Forming Unit). Door het aantal kolonies te tellen en te corrigeren voor de verdunning en het uitgezaaide volume, berekent u het kiemgetal van het originele monster.
Toepassingen omvatten het bepalen van het totaal aeroob kiemgetal (TAK) in levensmiddelen, drinkwater, farmaceutisch water en grondstoffen; de monitoring van reinigingseffectiviteit en hygiënische productiescondities; en de selectieve telling van gisten en schimmels, enterobacteriën of andere indicatoren afhankelijk van het gebruikte medium.
Bij een celtelkamer (hemocytometer) telt u alle cellen — levende én dode — direct onder de microscoop. Een kiemplaat telt uitsluitend levensvatbare cellen die in staat zijn tot deling: het resultaat is daarmee selectief voor de actief levende fractie. Voor microbiologische kwaliteitscontrole in voedsel en farma is het kiemgetal via plaatuitzaai de wettelijk verankerde referentiemethode; de hemocytometer wordt vaker ingezet in celkweekonderzoek. Meer over de rekentool voor beide methoden vindt u via de Microbiologie & Celbiologie Calculator.
Ja. KVE (kolonievormende eenheid) is de Nederlandse vertaling van CFU (Colony Forming Unit). Beide termen beschrijven hetzelfde meetresultaat: het aantal zichtbare kolonies dat zich na incubatie op een voedingsbodem heeft gevormd, gecorrigeerd voor verdunning en uitgezaaid volume. In Nederlandstalige normen en rapportages wordt KVE gebruikt; in internationale publicaties en Engelstalige normen zoals ISO 4833 en de Europese Farmacopee is CFU de gangbare aanduiding. De eenheid wordt altijd gerelateerd aan het monstervolume of de monstermassa — KVE/ml voor vloeistoffen, KVE/g voor vaste stoffen.
In de praktijk worden drie technieken gebruikt, elk met specifieke voor- en nadelen:
Bij de pour-plate methode wordt een bepaald volume verdund monster (standaard 1,0 ml) gemengd met vloeibare, getempereerde agar (47–50 °C) en daarna gegoten in een lege petrischaal. De agar stolt rondom de cellen, zodat kolonies in de agarlaag kunnen groeien naast kolonies op het oppervlak. Voordelen: de methode verdeelt cellen goed door het medium en maakt een gelijkmatigere verdeling mogelijk bij hoge kiemgetallen. Nadelen: de agar moet op exacte temperatuur zijn (te warm doodt cellen; te koud stolt al in de fles); oppervlaktekolonies en dieptekolonies kunnen in morfologie verschillen, wat tellen bemoeilijkt. De pour-plate methode is beschreven in ISO 4833-1 (referentiemethode voor totaal aeroob kiemgetal bij 30 °C) en ISO 4833-2 (22 °C).
Bij de spread-plate methode wordt een kleinere hoeveelheid verdund monster (0,1 of 0,2 ml) op de oppervlakte van een vooraf gestolde agarplaat gebracht en uitgespreid met een steriele driehoekige spreider of een Drigalski-spatel. Kolonies groeien uitsluitend op het oppervlak en zijn daardoor morfologisch uniformer en eenvoudiger te tellen. De methode vereist minder nauwkeurige temperatuurcontrole tijdens het uitplaten. Nadeel: het kleinere inoculatievolume vergroot de statistische onzekerheid bij lage kiemgetallen. De spread-plate techniek is de voorkeursmethode voor selectieve en differentiaalmedia waarbij koloniemorfolgie bepalend is.
Bij de membraanfiltratiemethode wordt een groter volume monster (tot enkele honderden milliliters) door een membraanfilter met een poriediameter van 0,45 µm gezogen. Micro-organismen worden vastgehouden op het filter; het filter wordt vervolgens op een selectieve of niet-selectieve voedingsbodem geplaatst en geïncubeerd. Na incubatie worden de kolonies op het filter geteld. Deze methode maakt telling mogelijk bij monsters met een zeer laag kiemgetal — zoals drinkwater of farmaceutisch water — waarbij het volume te groot is om direct uit te platen. De membraanfiltratiemethode voor drinkwater is beschreven in ISO 6222. De membraanfilters die hiervoor worden gebruikt zijn verkrijgbaar bij Labvakhandel.
De keuze hangt af van het verwachte kiemgetal, het volume monster en de aard van de voedingsbodem. Pour-plate is de standaard voor voedselmicrobiologie bij gebruik van ISO 4833; spread-plate is praktischer voor selectieve media en in onderwijs- en onderzoekslaboratoria; membraanfiltratie is de aangewezen methode bij lage kiemgetallen in grote volumes vloeistof. Wanneer de norm de methode voorschrijft — zoals ISO 4833 voor levensmiddelen of ISO 6222 voor drinkwater — heeft die methode altijd voorrang boven praktische overwegingen.
Een representatieve monsterneming is de basis van een betrouwbaar kiemgetal. Vaste en halfvaste levensmiddelen worden in verhouding 1:9 met een steriel verdunningsmiddel (pepton-fysiologisch zout, buffered peptone water of 0,9% NaCl) gehomogeniseerd — doorgaans in een stomacher of blender. De eerste stap levert verdunning 10⁻¹. Vloeistoffen worden direct decimaal verdund. Goed mengen na elke verdunningsstap (vortexen of 25× omkeren) is essentieel voor een homogene celverdeling vóór het uitplaten. Raadpleeg de methodiek voor monstervoorbereiding via het kennisbankartikel over Homogenisatie van monsters in het laboratorium.
Vanuit het gehomogeniseerde monster of de basisverdunning wordt een decimale verdunningsreeks aangelegd: 0,5 ml of 1,0 ml wordt overgebracht naar 4,5 of 9 ml steriel verdunningsmiddel en grondig gemengd. Dit geeft verdunningsstappen van 10⁻¹ per stap. Standaard worden verdunningen tot 10⁻⁶ of verder aangelegd bij monsters met een hoog verwacht kiemgetal. Nauwkeurig pipetteren is hier kritisch: gebruik gekalibreerde micropipetten of serumpipetten en vervang de pipetpunt bij elke verdunningsstap om overdracht van cellen te voorkomen. De exacte verdunningsfactoren en volumes kunt u berekenen via de verdunningscalculator; zie voor de achtergrond bij verdunningsreeksen bereiden: logaritmisch versus lineair en seriële versus parallelle bereiding het bijbehorende kennisbankartikel.
Elke verdunningsstap wordt in duplo of triplo uitgeplaat. Bij de pour-plate methode wordt 1,0 ml in een lege petrischaal gepipetteerd, waarna circa 15 ml getempereerde agar (47–50 °C) wordt toegevoegd en gemengd door de schaal rustig driemaal in een acht-beweging te roteren. Bij de spread-plate methode wordt 0,1 ml op een vooraf gestolde plaat verdeeld met een steriele spreider. Alle handelingen vinden zo dicht mogelijk bij een steriele vlam of onder een laminair-luchtstroom-werkbank (LAF-kast) plaats om besmetting te vermijden. Zie ook het artikel Steriel of niet-steriel voor de keuze van steriel labmateriaal.
Voor het uitplaten van verdunningsreeksen bij kolonietelling is een enkanaals micropipet in het 20–1000 µl bereik doorgaans de standaardkeuze; voor serietoepassingen kan een repipetor uitkomst bieden. Bepaal via de pipet keuzewijzer welk type het beste past bij uw werkstroom.
Na het stollen van de agar (circa 10 minuten bij kamertemperatuur) worden de platen omgekeerd in een laboratoriumincubator geplaatst. Omgekeerd incuberen voorkomt condensdruppels op het agaroppervlak, die kolonies kunnen verplaatsen of samenvoegen. De incubatietemperatuur en -tijd zijn afhankelijk van de norm en het doelorganisme:
Voor betrouwbare kolonietellingen is een stabiele incubatietemperatuur cruciaal. Welke incubator — droog, gekoeld of schuddend — het best bij uw kweekwerk past, leest u in de oven en incubator keuzewijzer.
Na incubatie worden de platen geteld die binnen het telbare bereik vallen. Conform ISO 4833 is dit 15 tot 300 kolonies per plaat; sommige normen hanteren 30–300. Platen met minder dan 15 kolonies (TFTC: Too Few To Count) zijn statistisch onbetrouwbaar door toeval; platen met meer dan 300 kolonies (TNTC: Too Numerous To Count) geven fouten door overlappende kolonies en onderlinge competitie. Wanneer geen van de verdunningen in het telbare bereik valt, wordt de verdunning aangepast en de analyse herhaald.
Kolonies worden geteld met behulp van een kolonieteller of handteller, eventueel ondersteund door een verlichte leestafel. Moderne digitale kolonietellers maken beeldanalyse mogelijk, wat de objectiviteit vergroot bij kolonies die moeilijk van elkaar te onderscheiden zijn. Verspreid-liggende kolonies die duidelijk van hetzelfde cluster afkomstig zijn (satellietkolonies), worden als één geteld.
Bij het beoordelen van kolonies op een kiemplaat worden standaard vijf morfologische kenmerken geregistreerd: grootte (diameter in millimeters), vorm (rond, onregelmatig, filamenteus, rizoid), rand (glad, gekarteld, gelobd, draadvormig), elevatie (vlak, verheven, convex, umbonaat, crateriform) en kleur of pigmentatie (wit, crème, geel, oranje, roze, of ongekleurd/doorschijnend). Deze kenmerken worden vastgelegd bij de eerste beoordeling na incubatie en vormen het uitgangspunt voor de voorlopige identificatie van de aanwezige micro-organismen. Op selectieve en differentiaalplaten komen daar aanvullende criteria bij, zoals hemolyse op bloedagar of kleurverandering van een pH-indicator in het medium. Een systematische morfologische beoordeling voorkomt dat kolonies van verschillende soorten als één type worden geteld of dat afwijkende kolonies over het hoofd worden gezien.
Individuele kolonies die opvallend of afwijkend zijn, worden doorgaans direct in kaart gebracht met een Gram-kleuring om Gram-positieve en Gram-negatieve typen te differentiëren. Kolonietelling kwantificeert bovendien levensvatbare cellen; over endotoxine-belasting uit dode Gram-negatieve cellen zegt zij niets — daarvoor is een parallelle LAL-test nodig. Ook microbiële belasting van een biofilm wordt via uitplaten na mechanische verstoring gekwantificeerd.
Het kiemgetal wordt berekend met de formule conform ISO 4833:
Hierbij is ΣC de som van alle getelde kolonies op de telbare platen, V het uitgezaaide volume (ml), d₁ en d₂ de verdunningsfactoren van de betreffende verdunningsstappen, en n₁ en n₂ het aantal platen per verdunningsstap. Het resultaat wordt afgerond op twee significante cijfers en uitgedrukt in KVE/ml of KVE/g. Gebruik de Kiemgetal berekenen (KVE/ml) calculator voor snelle en norma-conforme berekening.
Het mesofiel aërobe kiemgetal is het totale aantal aërobe micro-organismen dat groeit bij een incubatietemperatuur in het mesofielbereik, doorgaans 30 °C. De gangbare afkorting is TAK (totaal aëroob kiemgetal); in Engelstalige literatuur wordt gesproken van Total Aerobic Mesophilic Count of Aerobic Plate Count (APC). De term "mesofiel" verwijst naar het temperatuurbereik waarin de meeste voedsel- en omgevingsgebonden bacteriën optimaal groeien (20–45 °C). De referentiemethode voor het mesofiel aërobe kiemgetal in levensmiddelen is ISO 4833-1, uitgevoerd op Plate Count Agar bij 30 ± 1 °C gedurende 72 ± 3 uur. Het TAK is de meest gebruikte hygiëne-indicator in de voedselindustrie en farmaceutische watermonitoring.
In de voedselindustrie gelden geen universele wettelijke grenswaarden voor het totaal aeroob kiemgetal — productspecifieke wetgeving en interne specificaties (HACCP-plan, leveranciersspecificaties) bepalen de acceptatiecriteria. Gangbare richtwaarden voor risicocommunicatie in de sector zijn: rauwe koemelk ≤ 100.000 KVE/ml (Verordening EG 853/2004), gepasteuriseerde consumptiemelk ≤ 50.000 KVE/ml na pasteurisatie en ≤ 100.000 KVE/ml vóór aflevering, en diepgevroren levensmiddelen doorgaans ≤ 10⁵–10⁶ KVE/g afhankelijk van het product. Specifieke pathogenen zoals Listeria monocytogenes en Salmonella zijn onderhevig aan nul-toleranties in bepaalde productcategorieën conform Verordening (EG) 2073/2005.
Het Nederlandse Drinkwaterbesluit stelt grenswaarden voor het kiemgetal: ≤ 100 KVE/ml bij 22 °C en ≤ 20 KVE/ml bij 37 °C. Hogere waarden zijn een signaal voor mogelijke recontaminatie of onvoldoende desinfectie in het distributienet.
Voor farmaceutisch productiewater gelden de grenzen uit de Europese en Amerikaanse Farmacopee (Ph. Eur. / USP): Purified Water (PW) ≤ 100 KVE/ml, Water for Injection (WFI) ≤ 10 KVE/100 ml. In cleanroom-omgevingen worden lucht- en oppervlaktemonsters getoetst aan de grenzen uit ISO 14644 en de EU GMP Bijlage 1 (Annex 1). De registratie en traceerbaarheid van al deze gegevens valt onder GMP-vereisten.
In de farma vormt de kolonietelling het eindpunt van een steriliteitstest: geen groei na de voorgeschreven incubatie is de operationele bevestiging van de gedefinieerde Sterility Assurance Level (SAL) van de sterilisatiecyclus.
De selectie van de juiste voedingsbodem is bepalend voor de interpretatie van het resultaat. Plate Count Agar (PCA, ook aangeduid als Standard Methods Agar) is de niet-selectieve referentiebodem voor het totaal aeroob kiemgetal conform ISO 4833. R2A Agar en Reasoner's 2A ondersteunen langzaam groeiende oligotrofe bacteriën en worden gebruikt voor drinkwater en farmaceutisch water waarbij PCA de groei van fastidious organismen onvoldoende ondersteunt. DRBC (Dichloran Rose Bengal Chloramphenicol) en DG18 zijn specifiek voor gisten en schimmels in levensmiddelen (ISO 21527). VRBG (Violet Red Bile Glucose Agar) is selectief voor enterobacteriën. Een uitgebreid overzicht van mediatypen en hun selectiviteit staat in het artikel over Microbiologische kweekmedia: samenstelling, typen en bereiding. Klaar-voor-gebruik voedingsbodems in petrischalen zijn beschikbaar via kweekmedia en voedingsbodems.
DRBC Agar en DG18 Agar zijn de referentiemedia conform ISO 21527 voor de telling van gisten en schimmels in levensmiddelen. DRBC bevat dichloran dat de koloniediameter van schimmels beperkt (waardoor overlapping van kolonies minder snel optreedt) en rose bengaal dat de bacteriegroei remt. DG18 bevat een verlaagde wateractiviteit (aw 0,955) en is geschikt voor droge en halfdroge producten. Sabouraud Dextrose Agar met laag pH en chloramfenicol is de klassieke keuze buiten ISO-methoden, met name voor klinische mycologie.
Systematische fouten bij kolonietelling zijn te herleiden tot vier categorieën:
Pipeteerfouten — Onnauwkeurig gedoseerde volumes bij de verdunningsreeks of het uitplaten werken rechtstreeks door in het berekende kiemgetal. Een fout van 5% in het uitgezaaide volume geeft dezelfde fout in het eindresultaat. Gebruik gekalibreerde micropipetten en controleer regelmatig de nauwkeurigheid conform het artikel Pipetteren in het laboratorium: technieken, typen en veelgemaakte fouten.
Temperatuurfouten bij pour-plate — Agar die te warm is (boven 52 °C) doodt hittegevoelige cellen, wat leidt tot een onderschatting van het kiemgetal. Te koele agar stolt prematuur en geeft een ongelijkmatige verdeling. Een waterbad op exacte temperatuur is de meest betrouwbare methode om agar gereed te houden voor gieten.
Slechte homogenisatie — Een slecht gehomogeniseerd monster geeft een niet-representatieve verdeling van cellen over de verdunningsreeks. Gebruik altijd een stomacher of gevalideerde blender voor vaste monsters en vortex of inverseer elke verdunningsstap voldoende.
Contaminatie — Onsteriel materiaal, condensdruppels of niet-aseptisch werken introduceren vreemde micro-organismen op de plaat. Tel bij twijfel de verdunning waarop geen vreemdkolonies aanwezig zijn, of herhaal de analyse. Gebruik steriele petrischalen en geautoclaveerde voedingsbodems; zie het artikel Over autoclaven voor de juiste sterilisatieparameters.
De telstatistiek volgt de Poisson-verdeling: de relatieve onzekerheid bij een telling van N kolonies bedraagt √N/N — bij 100 kolonies is dat 10%, bij 25 kolonies al 20%.
Het telbare bereik (15–300 kolonies per plaat conform ISO 4833) is geen arbitraire grens maar gebaseerd op statistische overwegingen. Onder de 15 kolonies is de relatieve standaardafwijking te groot voor een betrouwbare schatting van de populatiegrootte: een toevalstreffer van één kolonie meer of minder geeft al een aanzienlijk andere uitkomst. Boven de 300 kolonies zijn afzonderlijke kolonies moeilijk te onderscheiden; bovendien treedt competitie op voor voedingsstoffen en ruimte op de plaat, waardoor sommige kolonies te klein blijven om zichtbaar te zijn en het kiemgetal wordt onderschat. Wanneer slechts TNTC-platen beschikbaar zijn, kan een ruwe schatting worden gemaakt op basis van de laagste telbare plaat of een hogere verdunning.
Naast de directe kiemplaatmethode bestaan er drie veelgebruikte indirecte methoden om de microbiële belasting van een monster te bepalen. Turbidimetrie meet de troebeling (optische dichtheid) van een vloeistofcultuur bij een golflengte van doorgaans 600 nm; hoe meer cellen, hoe hoger de absorptie. De methode is snel maar maakt geen onderscheid tussen levende en dode cellen. MPN (Most Probable Number) is een statistische schattingsmethode waarbij meerdere verdunningen in vloeibaar medium worden geïncubeerd en het aantal positieve (troebele) buizen per verdunningsstap wordt omgezet in een waarschijnlijk kiemgetal via een MPN-tabel. MPN is de referentiemethode voor coliformen in water (ISO 9308-2) en wordt ook toegepast bij levensmiddelenonderzoek wanneer plaatmethoden niet geschikt zijn. ATP-bioluminescentie meet de hoeveelheid adenosinetrifosfaat (ATP) in een monster via een luciferase-reactie; het lichtsignaal is evenredig met de totale biomassa en geeft binnen seconden een resultaat. ATP-metingen worden in de voedselindustrie veel ingezet als snelle hygiënescreening maar zijn niet soortspecifiek en gelden niet als vervanging van de normatieve kiemplaatmethode. De kiemplaat blijft de wettelijk verankerde referentiemethode voor het vaststellen van het kiemgetal in zowel levensmiddelen als farmaceutische producten.
In gereguleerde omgevingen — levensmiddelenbedrijven met HACCP, farmaceutische productiefaciliteiten onder GMP en drinkwaterlaboratoria onder accreditatie — moeten kolonietellingen worden vastgelegd in een logboek of elektronisch laboratoriumsysteem (LIMS). De minimale registratie omvat: monsterdatum en -identificatie, datum van uitplaten, medium en chargenummer, verdunningsstappen en volumes, werkelijke kolonie-aantallen per plaat, berekend kiemgetal en telbereikbeoordeling, naam van de analist en revisiedatum. Mondelinge correcties en achteraf bijschrijven zijn niet toegestaan; correcties worden doorgehaald met enkelvoudige lijn en voorzien van handtekening en datum (ALCOA-principes). Bij elektronische registratie is een audittrail vereist. Zie het artikel over sample management voor een bredere context van traceerbaarheid in het laboratorium.
De meest relevante normen voor kolonietelling zijn ISO 4833-1 en ISO 4833-2 (totaal aeroob kiemgetal in levensmiddelen, respectievelijk bij 30 °C en 21 °C via pour-plate methode), ISO 6222 (telling van gekweekte micro-organismen in drinkwater via membraanfiltratie en uitstrijktechniek), ISO 7218 (algemene eisen en richtlijnen voor microbiologisch onderzoek van levensmiddelen), ISO 21527-1 en -2 (gisten en schimmels in levensmiddelen), Europese Farmacopee hoofdstuk 2.6.12 (microbiële verontreiniging voor farmaceutisch water), en EU GMP Bijlage 1 voor steriele productie. Een overzicht van alle labnormen staat op de pagina overzicht alle lab-normen. Bij accreditatie conform ISO 17025 moeten de gebruikte methoden gevalideerd en gedocumenteerd zijn.
ISO 7218 is de horizontale norm voor de algemene eisen aan microbiologisch voedselonderzoek en geldt als overkoepelend kader bij het toepassen van alle specifieke ISO-methoden in de voedselmicrobiologie. De norm beschrijft eisen aan het laboratorium, de uitrusting, de bereiding van media, de monstervoorbereiding, de incubatieomstandigheden en de registratie van resultaten. In geaccrediteerde levensmiddelenlaboratoria is naleving van ISO 7218 een voorwaarde voor het uitvoeren van methoden zoals ISO 4833 of ISO 6222 op een norma-conforme manier.
In de farmaceutische sector gelden aanvullende eisen bovenop de algemene microbiologische principes. De testing van purified water, water for injection en productieomgevingen valt onder de Ph. Eur. hoofdstukken 2.6.12 (microbiële verontreiniging, niet-steriele producten) en 2.6.1/2.6.27 (steriliteitstests). Methoden moeten zijn gevalideerd conform Ph. Eur. 5.1.6 en de validatie moet bewijs leveren voor geschiktheid van het medium (growth promotion test) bij elke nieuwe mediumcharge. R2A Agar of TGYA is de aanbevolen bodem omdat PCA langzaam groeiende watergebonden bacteriën die kenmerkend zijn voor purified water-systemen onvoldoende ondersteunt.
In cleanrooms worden luchtmonsters genomen met active air sampling (impactoren zoals de RCS of SAS-systemen) of passieve sedimentatieplaten (settle plates, 90 mm Rodac-platen). Oppervlaktemonsters worden genomen met contact-platen (RODAC-platen, 55 mm diameter met geconvex agaroppervlak) of swabs. De limietwaarden voor micro-organismen per m³ lucht of per plaat zijn bepaald door de cleanroomklasse (A t/m D conform EU GMP Bijlage 1). Alle resultaten zijn onderdeel van de GMP-omgevingsmonitoring en moeten worden beoordeeld op trendmatige afwijkingen.
Een settle plate (sedimentatieplaat) is een open petrischaal met agar die gedurende een vastgesteld tijdvenster (standaard maximaal 4 uur, conform EU GMP Bijlage 1) in een werkzone wordt geplaatst zodat deeltjes en micro-organismen passief op het agaroppervlak kunnen neervallen. Na het tijdvenster wordt de plaat gesloten en geïncubeerd. Settle plates geven een indicatie van de microbiële belasting van de lucht in de directe werkzone maar meten geen volume; ze zijn daardoor minder kwantitatief dan actieve luchtbemonstering. De incubatietijd is typisch 5 dagen bij 20–25 °C, gevolgd door 2 dagen bij 30–35 °C (tweefasige incubatie voor optimale groei van zowel gisten/schimmels als bacteriën), tenzij de site-specifieke methode anders voorschrijft.
Een nauwkeurige kolonietelling begint bij goed voorbereide platen: gebruik uitsluitend steriele, gecertificeerde petrischalen en verifieer elke mediumcharge met een growth promotion test vóór gebruik. Tel altijd bij voldoende verlichting op een verlichte plaatronde of kolonietafel — verspreid licht van achteren maakt kleine kolonies en dieptekolonies (bij pour-plate) zichtbaar die bij frontaal licht worden gemist. Markeer getelde kolonies op de buitenkant van de schaal met een stift om hertelfouten te vermijden. Leg de telling onmiddellijk vast; stel nooit uit tot na de volgende werkdag. Wanneer colonievorming verdacht is (contaminatie, versmelting, spreiding), noteer dan de bijzonderheid in het logboek en herhaal de analyse indien de afwijking het resultaat beïnvloedt.
Voor specifieke berekeningen kunt u ook de Kiemgetal berekenen (KVE/ml) calculator gebruiken, die enkelvoudige en meervoudige platen conform ISO 4833 afhandelt.
Voor het complete microbiologische labproces vindt u bij Labvakhandel steriele petrischalen en kweekplaten, kweekmedia en voedingsbodems, incubatoren en membraanfilters voor de membraanfiltratiemethode.
Onderdeel van: Voedingslaboratorium · Farmaceutisch lab · Klinisch laboratorium
Disclaimer: De informatie in dit artikel is bedoeld als algemene technische toelichting. Canidae Seal B.V. / Labvakhandel.nl aanvaardt geen aansprakelijkheid voor de toepassing van deze informatie in specifieke analytische, klinische of industriële situaties. Raadpleeg voor uw eigen toepassing altijd de geldende normen, vakliteratuur en de documentatie van fabrikant en apparatuur.
Inloggen
Wachtwoord vergeten
Account aanmaken
Uw winkelwagen is leeg.
