Fluorescence-Activated Cell Sorting (FACS) is een gespecialiseerde uitbreiding van flowcytometrie waarbij cellen niet alleen worden gemeten maar ook fysiek worden gescheiden op basis van hun fluorescentieprofiel. Terwijl een conventionele flowcytometer uitsluitend optische parameters registreert, voegt een celsorteersysteem een actieve scheidingsstap toe: geselecteerde druppels worden elektrisch geladen en afgebogen naar afzonderlijke opvangvaten. Het resultaat zijn zuivere, levende celpopulaties die beschikbaar zijn voor downstream onderzoek, celtherapie of diagnostiek. FACS is onmisbaar in de immunologie, hematologie, stamcelbiologie, CAR-T-celproductie en moderne single-cell genomics.
Flowcytometrie is de overkoepelende meettechniek: het instrument registreert lichtverstrooiing en fluorescentie van individuele cellen die door een vloeistofstroom langs een laser bewegen. FACS is een toepassing van flowcytometrie waarbij de meetdata onmiddellijk worden gebruikt om een sorteerbeslissing te nemen en cellen fysiek te scheiden. Alle FACS-sorteringen zijn flowcytometrie, maar niet alle flowcytometrie is FACS. Een conventionele flowcytometer mist de piëzokop, de hoogspanningsplaatjes en de opvangbuizen die een sorteersysteem onderscheiden.
De term FACS is een geregistreerde naam van BD Biosciences (Becton Dickinson), maar wordt in de wetenschappelijke literatuur breed gebruikt als synoniem voor elke vorm van fluorescentiegerichte celsortering, ook op instrumenten van andere fabrikanten zoals Sony, Beckman Coulter en Miltenyi Biotec.
Het sorteringsproces verloopt in vijf opeenvolgende stappen die in realtime plaatsvinden:
1. Hydrodynamische focussering. De celsuspensie wordt in een dunne stroom (sample core stream) gecentraliseerd door een omringende vloeistofmantel (sheath flow). Hierdoor passeren cellen één voor één door het meetpunt. De stroomdiameter bedraagt doorgaans 50–150 µm.
2. Optische meting. Een of meer laserstralen beschijnen elke cel. Het voorwaartse verstrooide licht (Forward Scatter, FSC) correleert met celgrootte; het zijwaartse verstrooide licht (Side Scatter, SSC) met interne granulariteit. Fluorescente labels op antilichamen of andere probes worden geëxciteerd en zenden licht uit op karakteristieke golflengten, gemeten door bandpassfilter-detectorcombinaties (FL1 t/m FL5 of meer bij spectrale systemen).
3. Sorteerbeslissing. Op basis van het gemeten signaal neemt de sorteerelectronica in microseconden een beslissing: valt deze cel binnen de gedefinieerde poort (gate) voor populatie 1, populatie 2, of geen van beide (waste)? De beslissingstijd is typisch 2–10 µs per cel.
4. Druppelvorming en elektrische lading. Stroomafwaarts van het meetpunt trilt een piëzo-elektrische kop de vloeistofstroom met een frequentie van 20–100 kHz. Dit breekt de stroom in druppels van gelijke grootte. Op het moment dat een geselecteerde cel zich in een druppel bevindt, ontvangt die druppel een elektrische lading (positief of negatief), afgestemd op de beoogde sorteerrichting.
5. Deflectie en opvang. De geladen druppels passeren tussen twee hoogspanningsplaatjes (typisch ± 1.000–3.000 V). Positief geladen druppels buigen naar de negatieve plaat, negatief geladen naar de positieve plaat; ongeladen druppels (waste) vallen recht naar beneden. Elk sorteerkanaal heeft een eigen opvangvat met buffer of medium.
De kwaliteit van een FACS-sortering staat of valt met het panelontwerp en de gatingstrategie. Aanbevolen richtlijnen zijn:
Hiërarchisch gaten. Begin altijd met een FSC/SSC-poort om cellichamen te selecteren en debris uit te sluiten. Voeg vervolgens een levende-dode-discriminatie toe via propidiumjodide (PI), 7-AAD of een fixeerbare viabiliteitskleurstof. Sluit daarna doubletten uit via FSC-H versus FSC-A. Pas dan volgen de antigenspecifieke poorten.
FMO-controles. Fluorescence Minus One-controles (alle kleurstoffen behalve één) zijn onmisbaar voor het correct instellen van de grens tussen positieve en negatieve populaties, met name bij brede emissiespectra of hoge achtergrond.
Spectrale compensatie. Bij multiplexe panels overlappen emissiespectra van verschillende kleurstoffen (spectral spillover). Compensatiecorrectie wordt berekend via enkelvoudig-gekleurde controles op beads of cellen. Foutieve compensatie leidt tot fout-positieve populaties en onzuivere fracties.
Keuze van kleurstoffen. Koppel de helderste kleurstoffen (PE, APC) aan antilichamen tegen laag tot expressie gebrachte markers; gebruik minder heldere kleurstoffen (FITC, PerCP) voor hoog tot expressie gebrachte markers. Vermijd hoge spectrale overlap bij naastgelegen detectiekanalen.
Afhankelijk van de toepassing zijn er meerdere sorteermodi beschikbaar:
Naast conventionele druppelsortering (jet-in-air) bestaan er ook microfluidische sorteersystemen (lab-on-a-chip) en magnetische celscheiding via MACS (Magnetic-Activated Cell Sorting). MACS is sneller en goedkoper maar minder specifiek en biedt geen multiparameter-discriminatie; FACS is de voorkeurstechniek wanneer hoge zuiverheid en multiparameter-selectie vereist zijn.
FACS maakt zuivere isolatie van lymfocytsubsets mogelijk: CD4⁺-T-helpercellen, CD8⁺-cytotoxische T-cellen, CD19⁺-B-cellen, CD56⁺-NK-cellen en regulatoire T-cellen (Treg-cellen, CD4⁺CD25⁺FoxP3⁺). Gesorteerde cellen worden ingezet voor functionele assays (cytokineproductie, proliferatie, cytotoxiciteitstest), transcriptoomanalyse of celkweek. In de diagnostische hematologie is FACS een standaardtool voor de kwaliteitscontrole van stamceltransplantaten via CD34⁺-celtelling.
Hematopoietische stamcellen (HSC; CD34⁺/CD38−/Lin−) worden gesorteerd uit beenmerg of aferesaat voor autologe of allogene transplantatie. Mesenchymale stromale cellen (MSC) worden gesorteerd en gekarakteriseerd conform ISCT-criteria. CAR-T-celproducten worden voor en na genetische modificatie gecontroleerd via FACS; zuiverheid, viabiliteit en transductie-efficiëntie zijn kritische kwaliteitsparameters conform EMA-richtlijnen. Gesorteerde stamcellen worden ook ingezet als uitgangsmateriaal voor driedimensionale organoïden — zelforganiserende mini-organen voor ziekte-modellering en geneesmiddelenscreening.
FACS-sortering is de voorbereiding voor single-cell RNA-sequencing (scRNA-seq): cellen worden gefenotypeerd en als enkelvoudige cellen naar microplaatputjes of druppelsystemen gesorteerd (10x Genomics, Drop-seq). Index-sortering koppelt het doorstroomfenotype direct aan de positie in de plaat, zodat transcriptoomdata nadien worden gekoppeld aan de celoppervlaktemarkers die tijdens sortering zijn gemeten. Lees meer over downstream sequencen in het artikel over next-generation sequencing (NGS).
Single-cell sortering naar 96-well platen maakt klonale expansie mogelijk, essentieel voor hybridomaselectie bij de productie van monoklonale antilichamen. FACS is hierbij superieur aan beperkingsverdunning (limiting dilution) omdat het fenotype van de oudercel bekend is voorafgaand aan klonering, en de klonaliteit operationeel is gewaarborgd (één cel per putje).
Na CRISPR-Cas9-genome editing worden cellen die het rapportergen of een gemodificeerd oppervlakte-eiwit tot expressie brengen gesorteerd voor verdere analyse. FACS voorkomt dat niet-gemodificeerde cellen de sorteerfractie verontreinigen, wat de validatie via Western blot of amplicon-sequencing betrouwbaarder maakt.
FACS is niet beperkt tot zoogdiercellen. Bacteriën, gisten, protoplastpreparaten uit planten en micro-algen kunnen worden gesorteerd op grootte (FSC), granulariteit (SSC) of fluorescentie (GFP-expressie, DAPI-kleuring). De hogere celconcentratie en kleinere celgrootte vereisen aangepaste druppelfrequenties en nozzleafmetingen (70–100 µm versus 100–200 µm voor zoogdiercellen).
Een veelgestelde vraag is het onderscheid tussen FACS en ELISA. Beide technieken maken gebruik van antilichamen en detectie van biologische moleculen, maar de toepassingen zijn fundamenteel verschillend:
ELISA is de aangewezen methode voor de kwantificering van gesecreteerde eiwitten, cytokinen en antilichamen in serummonsters of celcultuurnatant. FACS is de voorkeurstechniek wanneer informatie over celtype, celviabiliteit of de co-expressie van meerdere oppervlaktemarkers per individuele cel nodig is.
Conventionele jet-in-air sorteersystemen genereren aerosolen doordat de vloeistofstroom in vrije lucht breekt. Bij het sorteren van humaan primair materiaal (bloed, beenmerg, biopten) of potentieel infectieus materiaal is aerosolvorming een biologisch risico dat om specifieke beheersmaatregelen vraagt.
Bij biologisch risicomateriaal (BSL-2 of BSL-3) wordt gebruik gemaakt van gesloten sorteersystemen met ingebouwde aerosol-evacuatie, zoals de BD FACSAria Fusion met Bio-Safety Cabinet of vergelijkbare gecertificeerde systemen. Operatoren dragen FFP2/FFP3-maskers en werken conform lokale bioveiligheidsprotocollen. Klinische en wetenschappelijke kernfaciliteiten hanteren veelal een aparte biohazard-sorteercabine met HEPA-filtratie en laminaire luchtstroom. Microbiologische monsters vereisen doorgaans extra pre-behandeling (fixatie of hittedenaturatie) tenzij levende sortering onvermijdelijk is.
De kwaliteit van de monstervoorbereiding is bepalend voor het sorteerrendement. Kritische parameters zijn:
Eencellige suspensie. FACS vereist een homogene suspensie van individuele cellen. Weefsels worden mechanisch of enzymatisch gedissocieerd (collagenase, dispase, DNase I). Aggregaten en dode cellen verhogen de druppelbelasting en verlagen de zuiverheid. Filtreer het monster door een celzeef van 35–70 µm voor het laden op het instrument.
Celconcentratie. De optimale concentratie voor sortering ligt doorgaans op 5×10⁶–2×10 cellen/mL. Te hoge concentraties verhogen het percentage doubletten; te lage concentraties verlengen de sorteertijd disproportioneel.
Viabiliteit. Een hoge celviabiliteit (≥ 80 %) is essentieel voor zinvolle sorteringsresultaten. Dode cellen binden aspecifiek antilichamen en verhogen de achtergrond. Gebruik levende-dode-discriminatie als verplicht onderdeel van elk sorteerprotocol. Lees meer over viabiliteitsbepaling in het artikel over MTT-assay en celviabiliteit.
Labeling. Antilichaamtitratie vooraf optimaliseert de signal-to-noise-verhouding. Gebruik Fc-blokkering (anti-CD16/CD32) bij het werken met myeloide cellen om aspecifieke binding van het Fc-fragment van antilichamen aan Fc-receptoren te voorkomen. Incubeer in het donker op 4 °C om fotobloeding van fluoroforen te minimaliseren.
Buffersamenstelling. Gebruik een isotone buffer met lage eiwitconcentratie (PBS + 0,5 % BSA + 2 mM EDTA) om clumping te remmen. EDTA chelateert divalente ionen en remt daarmee calciumafhankelijke celklontering. Voor levende sortering met post-sorteringscelkweek: vervang BSA door FCS en voeg penicilline/streptomycine toe aan de opvangbuffer.
FACS-isolatie (ook wel FACS-sortering of celsortering via FACS) verwijst specifiek naar het fysiek verzamelen van levende, gefenotypeerde cellen in een buisje of plaat voor verdere analyse. Het onderscheidt zich van analytische flowcytometrie doordat de uitvoer niet alleen meetdata zijn maar ook biologisch bruikbare cellen. Typische toepassingen zijn: isolatie van zeldzame tumorcelpopulaties (< 0,01 % van het totaal), sortering van antigen-specifieke T-cellen na tetrameerkleurng, en het verzamelen van stamcellen voor re-infusie na conditionering.
FACS staat voor Fluorescence-Activated Cell Sorting: celsortering op basis van fluorescentie-activering. De naam beschrijft precies het werkingsprincipe: cellen worden gelabeld met fluorescente stoffen (gekoppeld aan antilichamen of andere probes), individueel optisch gemeten terwijl ze door een vloeistofstroom bewegen, en vervolgens op basis van hun fluorescentieprofiel fysiek gesorteerd. De afkorting FACS is oorspronkelijk een handelsnaam van BD Biosciences, maar wordt in de wetenschappelijke literatuur breed gebruikt als generieke term voor elke vorm van fluorescentiegerichte celsortering, ongeacht de fabrikant van het instrument.
FACS biedt een combinatie van eigenschappen die geen enkele andere celscheidingsmethode volledig repliceert. De belangrijkste voordelen zijn:
Hoge zuiverheid. Met een goed ontworpen panel en gatingstrategie bereikt FACS-sortering routinematig een zuiverheid van 95–99 % voor de gesorteerde fractie, en boven de 99 % bij optimale condities. Dit is cruciaal voor downstream toepassingen waarbij contaminerende cellen de resultaten zouden verstoren, zoals single-cell RNA-seq of celkweek voor adoptieve celtherapie.
Multiparameter-discriminatie. FACS meet tien tot dertig of meer parameters per cel simultaan. Hierdoor kunnen complexe celpopulaties worden geïsoleerd op basis van meerdere gelijktijdige criteria — bijvoorbeeld CD4⁺CD25⁺FoxP3⁺-regulatoire T-cellen — wat met magnetische of dichtheidsscheidingsmethoden niet mogelijk is.
Kwantitatieve documentatie. Naast de gesorteerde cellen levert FACS meetdata over de samenstelling van het uitgangsmateraal en de gesorteerde fracties. Dit maakt kwaliteitscontrole en reproduceerbaarheid van de sortering aantoonbaar en rapporteerbaar.
Levende cellen. FACS-sortering levert levende, functionele cellen die direct kunnen worden ingezet voor celkweek, functionele assays, transplantatie of verdere moleculaire analyse. Dit onderscheidt FACS van destructieve analysemethoden zoals flowcytometrie na fixatie.
Flexibiliteit. Eén sorteersessie kan meerdere celpopulaties tegelijk scheiden (2- of 4-weg sortering) en de gesorteerde cellen kunnen direct in elk gewenst medium of buffervolume worden opgevangen.
Een flowcytometer bestaat uit drie functionele subsystemen: het vloeistofsysteem, het optische systeem en het elektronica- en datasysteem.
Vloeistofsysteem. De celsuspensie wordt geïnjecteerd in een vloeistofstroom (sheath flow) die de cellen hydrodynamisch focusseert tot een dunne stroom van individuele cellen. Door het drukverschil tussen de monsterstroom en de omringende vloeistofmantel passeren cellen één voor één door het meetpunt zonder de wanden van de doorstroomcel te raken.
Optisch systeem. Een of meer lasers (typisch 405 nm violet, 488 nm blauw, 638 nm rood) beschijnen de cellen op het snijpunt van de vloeistofstroom en de laserstraal. Elke cel verstrooiings licht en zendt, als ze fluorescent gelabeld is, fluorescentielicht uit. Lenzen en bandpassfilters scheiden de verschillende golflengten en leiden ze naar afzonderlijke detectoren (fotomultiplicatoren, PMT's, of in moderne systemen lawinefotodiodes). Het voorwaartse verstrooide licht (FSC) correleert met celgrootte; het zijwaartse verstrooide licht (SSC) met interne granulariteit; elk fluorescentiekanaal meet de emissie van één specifieke kleurstof.
Elektronica en datasysteem. De analoge signalen van de detectoren worden omgezet naar digitale waarden en opgeslagen als een lijst van parameters per cel (list mode data). Analysesoftware (FlowJo, FCS Express, Kaluza) visualiseert de data als dot plots, histogrammen of contourplots en maakt poortanalyse mogelijk. Bij een celsorteersysteem wordt de elektronische meting direct gekoppeld aan een sorteerbeslissing die de druppellading aanstuurt.
Dit hangt af van de frequentie van de doelpopulatie. Als de doelcellen 10 % van het monster uitmaken en u 1×10⁶ gesorteerde cellen nodig heeft, start u met minimaal 1×10⁷ cellen. Voor zeldzame populaties (< 0,1 %) zijn doorgaans 10⁸–10⁹ cellen nodig als uitgangsmateriaal. Houd rekening met 30–50 % celverlies tijdens voorbereiding en labeling. Een ervaren core-facility medewerker berekent het benodigde uitgangsvolume op basis van het vooraf bepaalde celgetal en de verwachte populatiefrequentie.
Fc-receptoren op myeloide cellen (monocyten, macrofagen, dendritische cellen, neutrofielen) binden het Fc-gedeelte van antilichamen aspecifiek. Dit leidt tot vals-positieve signalen bij antilichaamlabeling voor FACS. FC Block (anti-CD16/CD32 of humaan IgG-blokker) bezet de Fc-receptoren zodat diagnostische antilichamen uitsluitend binden aan het beoogde antigen. FC Block wordt toegevoegd vóór de antilichaamincubatiestap en is standaard bij het analyseren van bloed, beenmerg of weefselpreparaten met een hoog gehalte aan myeloide cellen.
Flow cytometry (flowcytometrie) is de meetmethode; FACS is een sorteermethode die op flowcytometrie is gebouwd. Een flowcytometer zonder sorteermodule meet celparameters en genereert data. Een celsorteersysteem doet hetzelfde maar voegt druppelvorming, elektrische lading en deflectie toe om cellen fysiek te scheiden. In de dagelijkse laboratoriumtaal worden de termen soms door elkaar gebruikt; strikt genomen verwijst FACS echter altijd naar sortering.
Immunofenotypering is een toepassing van flowcytometrie waarbij cellen worden geclassificeerd op basis van hun oppervlakte-eiwitprofiel (CD-markers). Alle immunofenotypering in de klinische diagnostiek wordt uitgevoerd via flowcytometrie, maar flowcytometrie wordt ook gebruikt voor doeleinden zonder immunofenotypering: celcyclusanalyse, apoptosedetectie, DNA-ploïdybepaling en deeltjeskarakterisering. Zie het artikel over flowcytometrie voor een uitgebreide toelichting op immunofenotypering en CD-markers.
De duur van een sorteringsexperiment is afhankelijk van het aantal doelcellen, de frequentie van de doelpopulatie in het monster en de sorteerdoorvoer. Voor een gangbare CD4/CD8-sortering met 5×10⁶ uitgangscellen bedraagt de sorteertijd 15–45 minuten bij moderne high-speed sorteersystemen. Voor zeldzame populaties (< 0,1 %) of grote celaantallen (> 10⁷) kan de sorteertijd oplopen tot 3–8 uur. Monstervoorbereiding en instrumentkalibratie (dropdelay instelling) kosten doorgaans 30–60 minuten extra.
Het primaire voordeel van FACS is de combinatie van hoge zuiverheid en multiparameter-discriminatie. FACS kan cellen scheiden op basis van tien of meer gelijktijdig gemeten parameters, inclusief markers die niet op de celoppervlakte zitten (intracellulaire eiwitten na fixatie en permeabilisatie). Magnetische scheiding (MACS) biedt hogere doorvoer maar is beperkt tot één of twee selectiemarkers. Dichtheidscentrifugatie scheidt op fysische eigenschappen zonder markerspecificiteit. Voor toepassingen waarbij hoge zuiverheid en fenotypische documentatie van de gesorteerde fractie essentieel zijn, is FACS de gouden standaard.
FSC (Forward Scatter) en SSC (Side Scatter) zijn de twee primaire lichtverstrooiingsparameters die in elk flowcytometrisch experiment worden gemeten, ongeacht de gebruikte fluorescente kleurstoffen. FSC meet de lichtverstrooiing in de richting van de laserstraal en correleert met de celdiameter: grotere cellen verstrooien meer licht naar voren. SSC meet de lichtverstrooiing loodrecht op de laserstraal en correleert met de interne complexiteit van de cel — granulariteit, kernmorfologie en de aanwezigheid van vacuolen of granula. In combinatie geven FSC en SSC een eerste discriminatie tussen verschillende celpopulaties: lymfocyten (klein, laag SSC), monocyten (middelgroot, matig SSC) en granulocyten (groot, hoog SSC) zijn in een FSC/SSC dot plot duidelijk van elkaar te onderscheiden. Deze initiële FSC/SSC-poort is verplicht de eerste stap in elke gatingstrategie: debris en celresten hebben een laag FSC-signaal en worden hiermee uitgesloten vóór de antigenspecifieke analyse begint.
Een gate (poort) is een door de gebruiker gedefinieerd gebied in een dot plot, histogram of contourplot waarbinnen een specifieke celpopulatie valt. Alleen de cellen die binnen de gate vallen worden meegenomen in de volgende analysestap of sorteerbeslissing. Gaten worden aangebracht op basis van de verspreidingspatronen van de celpopulaties en de meetparameters (FSC, SSC, fluorescentiekanalen). Een goede gatingstrategie is hiërarchisch opgebouwd: de eerste gate op FSC/SSC selecteert cellichamen en sluit debris uit; een tweede gate op de levende-dode-kleurstof sluit dode cellen uit; daarna volgen de antigenspecifieke gates die de doelpopulatie definiëren. Bij FACS-sortering is de gate het directe criterium voor de sorteerbeslissing: cellen binnen de gate worden geladen en afgebogen naar het opvangvat; cellen buiten de gate gaan naar waste.
Het maximale aantal fluorescente kleurstoffen dat tegelijk kan worden gemeten is afhankelijk van het aantal lasers en detectorkanalen van het instrument. Standaard celsorteersystemen met drie lasers bieden doorgaans 10 tot 14 parameters; high-end sorteersystemen met vijf of meer lasers (zoals de BD FACSAria Fusion of Sony MA900) kunnen 20 tot 30 parameters simultaan meten. Spectrale flowcytometers meten het volledige emissiespectrum van elke cel in plaats van afzonderlijke kanalen, waardoor 40 of meer kleurstoffen tegelijk kunnen worden ingezet na spectrale unmixing. Praktisch gezien wordt de bruikbare paneelgrootte bij conventionele sorteersystemen beperkt door spectrale overlap: hoe meer kleurstoffen, hoe complexer de compensatie en hoe groter het risico op foutieve populatietoewijzing. Een goed ontworpen panel van 8 tot 12 kleurstoffen is voor de meeste sorteertoepassingen het optimum tussen informatiedichtheid en uitvoerbaarheid.
MACS (Magnetic-Activated Cell Sorting) is een celscheidingsmethode waarbij cellen worden gelabeld met antilichamen gekoppeld aan magnetische nanobeads en vervolgens door een kolom worden geleid die in een sterk magneetveld staat. Gemagnetiseerde cellen (positief geselecteerde fractie) blijven in de kolom achter; ongelabelde cellen passeren door. Na verwijdering van het magneetveld worden de vastgehouden cellen elueerd als de positieve fractie. MACS is significant sneller dan FACS — een typische scheiding duurt 15 tot 30 minuten — en verwerkt grote celaantallen (10⁸ cellen of meer) zonder gespecialiseerde instrumenten. De beperkingen zijn de selectie op één of twee markers tegelijk en een lagere zuiverheid (85–98 %) dan FACS. MACS is bij voorkeur de methode wanneer grote celvolumes snel verwerkt moeten worden en een beperkt aantal selectiemarkers volstaat; FACS is de keuze wanneer multiparameter-discriminatie, hoge zuiverheid of fenotypische documentatie van de gesorteerde fractie vereist zijn.
De drop delay (druppelvertraging) is de tijdsspanne tussen het moment waarop een cel de laserstraal passeert en het moment waarop die cel zich in een druppel bevindt die kan worden geladen. Deze vertraging is niet nul: de cel beweegt na meting nog stroomafwaarts naar de druppelvormingszone. De drop delay wordt uitgedrukt in het aantal druppels dat de cel aflegt in die tijdsspanne en is afhankelijk van de stroomsnelheid, de druppelfrequentie en de afstand tussen meetpunt en druppelvormingspunt. Als de drop delay niet correct is gekalibreerd, wordt de lading op de verkeerde druppel geplaatst — niet de druppel met de doelcel maar de druppel ervóór of erna — wat leidt tot een lage sorteeropbrengst en verontreinigde fracties. De drop delay wordt voor elke sorteersessie gekalibreerd via een standaardprocedure met fluorescente beads (Sweet Spot-methode of AccuDrop-methode), waarbij de sorteersoftware automatisch de optimale vertragingswaarde bepaalt.
FACS-sortering staat zelden op zichzelf en wordt doorgaans gecombineerd met aanvullende analysemethoden. Het flowcytometrische principe waarop FACS is gebouwd, is beschreven in het artikel over flowcytometrie. Genetische karakterisering van gesorteerde celpopulaties gaat via PCR en SNP-genotypering of via next-generation sequencing. Eiwitexpressieanalyse van gesorteerde fractielysaten wordt uitgevoerd via Western blot na voorafgaande scheiding via gelelektroforese. Detectie van cytokinen en eiwitten in gesorteerde celsupernatant gaat via ELISA. Voor ruimtelijke eiwitlokalisatie in weefselcontext biedt immunohistochemie (IHC) aanvullende morfologische informatie. Chromosomale karakterisering van gesorteerde populaties gaat via FISH. Het celkweekprotocol voor gesorteerde fracties is beschreven in het artikel over celkweektechnieken. Eiwitprofilering van gesorteerde fracties via tweedimensionale elektroforese is beschreven in het artikel over proteomics en 2D-PAGE. Meer informatie over 3D-celkweek vindt u in het artikel over 3D-celkweek: sferoïden, scaffolds, hydrogelen en organ-on-chip. Bekijk het assortiment biotechnologie en moleculaire biologie, of neem contact op voor advies bij de keuze van de juiste materialen voor uw toepassing.
Disclaimer: De informatie in dit artikel is bedoeld als algemene technische toelichting en vervangt geen professioneel laboratoriumadvies. Canidae Seal B.V. / Labvakhandel.nl is niet aansprakelijk voor de toepassing van deze informatie in specifieke analytische of klinische situaties.
Inloggen
Wachtwoord vergeten
Account aanmaken
Uw winkelwagen is leeg.
